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  • Leptospira (Chien, chat)

  • "Plus qu’un laboratoire d’analyses", Corine Boucraut-Baralon, Directrice générale et scientifique

    "J’ai fondé Scanelis en 2000 avec l’envie de créer un pôle d’excellence en recherche et diagnostic des maladies infectieuses, au sein duquel des outils moléculaires innovants sont intégrés dans une démarche globale d’aide à la gestion de cas cliniques et de partage de connaissances. Aujourd’hui, notre expérience, à travers des milliers de cas, apporte une réelle valeur ajoutée à la démarche diagnostique.
    Spécialistes de l’analyse moléculaire, nous proposons à l’industrie une plate-forme analytique haut débit sous assurance qualité ainsi que plus de 20 ans d’expérience en développement et optimisation de tests moléculaires.
    Les valeurs qui m’ont guidée et qui sont portées par toute l’équipe - expertise, disponibilité, écoute, transparence et partage - constituent toujours l’ADN de Scanelis et nous permettent chaque jour de gagner et conserver la confiance de nos clients. "

  • Adénovirus canin de type 1 (CAV 1)

  • Adénovirus respiratoire canin (type 2)

    Voir la fiche technique relative au complexe Toux de Chenil.

  • Anaplasma phagocytophilum (Ehrlichiose)

  • Anaplasma phagocytophilum, Anaplasma marginale/ovis (Ehrlichiose/Anaplasmose)

  • Anaplasma phagocytophilum, Anaplasma marginale/ovis (Ehrlichiose/Anaplasmose)

  • Babesia caballi & Theileria equi

  • Babesia sp / Theileria sp

  • Babesia sp / Theileria sp

  • Babesia sp / Theileria sp (typage canis/gibsoni inclus)

  • Bartonella

    Recherche de Bartonella par PCR en temps réel.

    Indication du test

    • Diagnostic de la bartonellose féline (uvéites, endocardites, adénopathies, troubles neurologiques…).
    • Détection des porteurs asymptomatiques (chats donneurs de sang, chats vivants en contact avec des personnes immunodéprimées).

    Caractéristiques du test

    Prélèvements à réaliser

    • Diagnostic de bartonellose féline
      • Sur animal vivant : sang total (EDTA), Humeur aqueuse (EDTA ou sec), cytoponction de nœud lymphatique, liquide cérébro-spinal (EDTA ou sec), liquide synovial (tubes EDTA ou sec), épanchement péricardique (tube EDTA ou sec)
      • Sur animal mort : à déterminer en fonction des signes cliniques (sang, nœud lymphatique, humeur aqueuse, foie, LCS).
    • Détermination de statut des animaux asymptomatiques : sang total (EDTA).

    Interprétation du résultat

    • Résultat négatif : absence de la bactérie ou quantité inférieure au seuil de détection de la technique.
    • Résultat positif : Présence de la bactérie dans le prélèvement. Les résultats positifs sont à interpréter dans le contexte épidémio-clinique. Le test PCR étant quantitatif il est intéressant dans le suivi de traitement afin d’évaluer son efficacité et pour évaluer le risque de zoonose.
    Ne pas hésiter à nous consulter pour une interprétation du résultat quantitatif

  • Bartonella

    Recherche de Bartonella par PCR en temps réel.

    Indication du test

    • Diagnostic de la bartonellose canine (endocardites, neurorétinites, uvéites, troubles articulaires, hépatites granulomateuses, lymphadénite granulomateuses, rhinites, troubles généraux : léthargie, anémie, perte de poids…).
    • Détection des porteurs asymptomatiques (dans le cadre de chien donneurs de sang, ou de chiens vivants en contact avec des personnes immunodéprimées).

    Caractéristiques du test

    Prélèvements à réaliser

    • Diagnostic de bartonellose canine
      • Sur animal vivant : sang total (EDTA), Humeur aqueuse (EDTA ou sec), cytoponction de nœud lymphatique, liquide cérébro-spinal (EDTA ou sec), liquide synovial (tubes EDTA ou sec), épanchement péricardique (tube EDTA ou sec)
      • Sur animal mort : à déterminer en fonction des signes cliniques (sang, nœud lymphatique, humeur aqueuse, foie, LCS).
    • Détermination de statut des animaux asymptomatiques : sang total (EDTA)

    Interprétation du résultat

    • Résultat négatif : absence de la bactérie ou quantité inférieure au seuil de détection de la technique.
    • Résultat positif : Présence de la bactérie dans le prélèvement. Les résultats positifs sont à interpréter dans le contexte épidémio-clinique. Le test PCR étant quantitatif il est intéressant dans le suivi de traitement afin d’évaluer son efficacité et pour évaluer le risque de zoonose.
    Ne pas hésiter à nous consulter pour une interprétation du résultat quantitatif

  • BFDV (virus de la PBFD, maladie du bec et des plumes)

    Détection du BFDV (Beak and Feather Disease Virus), virus de la maladie du bec et des plumes, par PCR en temps réel.
    Cette maladie est aussi connue sous le nom anglais de Psittacine Beak and Feather Disease (PBFD).

    Indications du test

    - Diagnostic de maladie du bec et des plumes chez les Psittaciformes.
    - Détection des animaux porteurs sains
    - Evaluation du risque épidémiologique (mise en évidence de la circulation virale en collectivité)
    - Evaluation de la contamination environnementale (cage, volière…)

    Caractéristiques du test

    - PCR en temps réel
    - Seuil de détection
    - Analyse quantitative (sur demande)

    Prélèvements à réaliser

    L’oiseau … … a des signes cliniques de PBFD … n’a pas de signes cliniques
    ... vit en collectivité Sang total (EDTA) ET si troubles du plumage follicule d’une jeune plume anormale avec pulpe

    Foie et rate sur animal mort    		 Sang total (EDTA) pour la détermination du statut individuel
    +/- Ecouvillons surface par lot d’animaux (parois cage, poussières plumes, …) : contamination de l’environnement d’un(ou plusieurs) oiseau(x)
    ... vit seul Sang total (EDTA)

    Interprétation du résultat

    - Résultat positif : compatible avec une maladie du bec et des plumes ou une infection transitoire (animal asymptomatique). Présence du virus dans l’environnement (analyse d’écouvillons de surface).
    - Résultat positif à la limite du seuil de détection ou charge virale faible / très faible : compatible avec une infection transitoire ou débutante ou avec une contamination environnementale du prélèvement biologique (notamment pour les plumes)

    - Résultat négatif  : absence de BFDV dans le(s) prélèvement(s) ou quantité de virus inférieure au seuil de détection du test. Exclusion d’une forme aïgue de la maladie.

    Ne pas hésiter à nous consulter pour une interprétation du résultat quantitatif

  • Biblio PIF

    Addie D et coll, 2000. Long-term impact of a closed household of pet cats of natural infection with feline coronavirus, feline leukemia virus and feline immunodeficiency virus. Vet Record, 146, 419-424.

    Addie D et coll 2004. Recommendations from workshops of the second international feline coronavirus/feline infectious peritonitis symposium. J Feline Med Surg 6,125-130.

    Dewerchin HL, et coll, 2006. Feline infectious peritonitis virus-infected monocytes internalize viral membrane-bound proteins upon antibody addition. J Gen Virol, 87, 1685-1690.

    Hartmann, K 2005 Feline Infectious Peritonitis, Vet Clin Small Anim, 35, 39-79.

    Hartmann K et coll, 2003. Comparison of different tests to diagnose Feline Infectious Peritonitis. J vet Intern Med, 17, 781-790.

    Horzinek M, Lutz H, 2001 An update on feline infectious peritonitis. Vet Sci Tommorow, issue 1 (www.vetscite.org)

    Perdersen NC et coll., 2004. Common virus infections in cats, before and after being placed in shelters, with emphasis on feline enteritic coronavirus. J Feline Med Surg 6, 83-88.

    Pedersen NC and coll., 2008 Pathogenesis of feline enteric coronavirus infection, 10, 529-541.
    Pratelli A, 2008. Comparison of serological techniques for the detection of antibodies against feline coronaviruses. J Vet Diag Invest, 20(1), 45-50.

    Simons FA et coll, 2005. An mRNA PCR for the diagnosis of feline infectious peritonitis. J Virol Methods, 124, 111-116.

  • Bilan PCR+Sérologie Chat

    Il vous est possible de faire une analyse sérologique en complément des analyses PCR proposées, il vous suffit de nous préciser les analyses souhaitées en tenant compte des tarifs ci-joints :

    Prélèvements Prix
    Bilan Toxoplasma Chat asymptomatique - Ecouvillon rectal
    + sérum
    Suspicion clinique - Humeur aqueuse, LCS, ponction ganglionnaire ou liquide d’épanchement (selon les signes cliniques)
    + sérum    		 99€
    Bilan neuro-uvéite
    Toxoplasma
    [PCR + Sérologie]
    Cryptococcus
    [Antigène]
    FeLV+FIV+Coronavirus
    [PCR]    		 LCS ou humeur aqueuse
    + sérum    		 199€
    PCR Supplémentaire Suivant PCR demandée 26€
    Sérologie supplémentaire* 35€

    Pour toute demande de bilan PCR + sérologie, merci d’envoyer tous les prélèvements à notre adresse :
    SCANELIS
    9, allée Charles Cros
    CS 70006
    31771 Colomiers Cedex

    Possibilité d’obtenir un chronopost Scanelis ici (tarif de 14€ TTC).

    *Nous contacter pour tout renseignement complémentaire concernant les sérologies proposées.

  • Bilan PCR+Sérologie Chien

    Il vous est possible de faire une analyse sérologique en complément des analyses PCR proposées, il vous suffit de nous préciser les analyses souhaitées en tenant compte des tarifs ci-joints :

    Prélèvements Prix
    Bilan Fièvre d’Origine Indéterminée
    Babesia, Borrelia, Ehrlichia/Anaplasma [PCR]
    Borrelia, Ehrlichia, Anaplasma [Sérologie]    		 Sang +/- moelle osseuse +/- ponction de rate
    + sérum    		 206€
    Bilan Ehrlichia/Anaplasma Sang, moelle osseuse, ponction ganglionnaire, ponction de rate, LCS
    + sérum    		 126€
    Bilan Borrelia Sang, ponction ganglionnaire, liquide synovial, raclage ou biopsie cutanée, LCS
    + sérum    		 94€
    Bilan Leishmania Chien asymptomatique - Moelle osseuse
    Suspicion clinique - Sang +/- raclage cutané +/- ponction ganglionnaire +/-cellules conjonctivales (selon les signes cliniques)
    + sérum    		 94€
    Bilan Neospora LCS ou biopsie musculaire
    + sérum    		 99€
    Bilan Toxoplasma LCS
    + sérum    		 99€
    PCR Supplémentaire Suivant PCR demandée 26€
    Sérologie supplémentaire (sauf leptospirose)* 35€

    Pour toute demande de bilan PCR + sérologie, merci d’envoyer tous les prélèvements à notre adresse :
    SCANELIS
    9, allée Charles Cros
    CS 70006
    31771 Colomiers Cedex

    Possibilité d’obtenir un chronopost Scanelis ici (tarif de 14€ TTC).

    *Nous contacter pour tout renseignement complémentaire concernant les sérologies proposées.

  • Bordetella bronchiseptica

    Bactérie : Bordetella bronchiseptica

    Classification : famille des Alcaligenaceae.

    Espèce(s) hôte(s) : chien, chat, porc, rongeurs, primates et homme

    Infection / Pathologie associée : Chez le chien, Bordetella bronchiseptica appartient au complexe Toux de chenil.
    Chez le chat, Bordetella bronchiseptica peut être impliquée dans le syndrome coryza.
    Chez le porc, la bactérie est responsable de rhinite atrophique.

    Caractéristique : Coccobacille.

    Transmission : contact direct (sécrétions oro-nasales).

    Prévalence : portage asymptomatique possible.
    Essentiellement les animaux en collectivité et en particulier les jeunes chiens/chats qui présentent des signes cliniques plus sévères.

    Résistance dans l’environnement : faible, sensible aux désinfectants classiques (eau de javel), à la chaleur sèche, à la chaleur humide et au froid.

    Signes cliniques :
    Incubation de 3 à 10 jours, puis :
    Chez le chien : toux, trachéo-bronchite, rhinite, broncho-pneumonie au sens large.
    Chez le chat : broncho-pneumonie, jetage nasal, écoulements oculaires, toux, dyspnée.
    Chez le chaton : mortalité élevée.

    Prévention / Vaccination :
    Vaccin : Oui (vivant ou tué).

  • Bordetella bronchiseptica

    Recherche de Bordetella bronchiseptica par PCR en temps réel.

    Indications du test

    • Diagnostic de bordetellose chez les chats présentant des signes cliniques (d’intensité variable et associant toux aigue ou chronique, hyperthermie, éternuements, écoulements oculaires, éventuellement pneumomie sévère généralement chez les chatons de moins de 10 semaines)
    • Détection des porteurs asymptomatiques (en particulier en collectivité si cas cliniques) : introduction de futurs reproducteurs…

    Caractéristiques du test

    Prélèvements à réaliser

    • Signes respiratoires : cellules nasales et oro-pharyngées avec une cytobrosse ou avec un écouvillon sec.
    • Signes respiratoires profonds : écouvillons trachéaux/voies respiratoires, liquide de lavage trachéo-bronchique ou broncho-alvéolaire sur tube EDTA ou tube sec.
    • Détermination de statut des animaux asymptomatiques : cellules nasales et oro-pharyngées avec une cytobrosse ou avec un écouvillon sec.
    • Prélever si possible avant la mise en place d’un traitement antibiotique, y compris local.

    Interprétation du résultat

    • Résultat négatif : absence de la bactérie ou quantité inférieure au seuil de détection de la technique.
    • Résultat positif : présence de la bactérie dans le prélèvement. Si la quantité de bactérie est très faible, nous vous l’indiquons sur le rapport d’analyses. Les résultats positifs sont à interpréter dans le contexte clinique et en fonction de la durée d’évolution et de traitements éventuels. Le test Scanelis permet une évaluation quantitative de la charge et donc une meilleure précision dans l’interprétation des résultats.
      L’interprétation dans un contexte clinique est assez aisée car le taux de portage dans les collectivités de chat est assez faible. Il varie en Europe de 1.3% dans les chatteries indemnes de signes respiratoires à 5% dans les collectivités où des chats présentent des signes cliniques. De plus les charges bactériennes sont faibles chez les animaux asymptomatiques. Bien qu’il n’existe pas d’études en refuge en Europe pour ce pathogène, on peut supposer que le portage est plus élevé dans ce type de collectivité, notamment si des chiens jeunes sont également présents (19% des refuges aux USA se sont révélés infectés).
    • Un traitement antibiotique récent ou en cours au moment du prélèvement peut modifier la sensibilité du test et/ou la charge bactérienne.
    Ne pas hésiter à nous consulter pour une interprétation du résultat quantitatif

  • Bordetella bronchiseptica

    Voir la fiche technique relative au complexe Toux de Chenil.

  • Bornavirus

    Détection quantitative du bornavirus chez l’animal (chien, chat, cheval, oiseau ...)

    Indications du test

    - Diagnostic de certitude lors d’une suspicion clinique

    Caractéristiques du test

    Prélèvements à réaliser

    - LCS
    - Sang et LCS

    Interprétation du résultat

    - Résultat négatif : absence de virus ou quantité inférieure au seuil de détection
    - Résultat positif : présence du virus dans le prélèvement analysé

    Ne pas hésiter à nous consulter pour une interprétation du résultat quantitatif

  • Bornavirus

    Détection quantitative du bornavirus chez l’animal (chien, chat, cheval, oiseau ...)

    Indications du test

    - Diagnostic de certitude lors d’une suspicion clinique

    Caractéristiques du test

    Prélèvements à réaliser

    - LCR (Liquide Céphalo-Rachidien)
    - Sang et LCR

    Interprétation du résultat

    - Résultat négatif : absence de virus ou quantité inférieure au seuil de détection.
    - Résultat positif : présence du virus dans le prélèvement analysé.

    Ne pas hésiter à nous consulter pour une interprétation du résultat quantitatif

  • Bornavirus félin

    Détection quantitative du bornavirus chez l’animal (chien, chat, cheval, oiseau ...)

    Indications du test

    - Diagnostic de certitude lors d’une suspicion clinique

    Caractéristiques du test

    Prélèvements à réaliser

    - LCR (Liquide Céphalo-Rachidien)
    - Sang et LCR

    Interprétation du résultat

    - Résultat négatif : absence de virus ou quantité inférieure au seuil de détection
    - Résultat positif : présence du virus dans le prélèvement analysé

    Ne pas hésiter à nous consulter pour une interprétation du résultat quantitatif

  • Borrelia

  • Borrelia burgdorferi (sensu lato)

  • Borrelia burgdorferi (sensu lato)

  • Borrelia burgdorferi (sensu lato)

  • Brucella sp

  • Calicivirus (FCV)

    Virus : Calicivirus félin ou Feline Calicivirus (FCV)

    Classification : famille des Caliciviridae

    Espèce(s) hôte(s) : chat et guépard

    Infection / pathologie associée : Calicivirose féline

    Caractéristique : virus à ARN très instable génétiquement, d’où l’existence de nombreuses souches de Calicivirus d’agressivité variable.

    Transmission :

    • contact direct entre chats, par les sécrétions oro-nasales et conjonctivales
    • contact indirect possible en raison de la résistance du virus dans le milieu extérieur

    Prévalence : prévalence élevée, de 10 à 30% selon les populations, avec portage asymptomatique possible.

    Résistance dans l’environnement : persistance plusieurs semaines dans le milieu extérieur, en particulier sur les surfaces sèches. Sensible à l’eau de javel concentrée et aux ammoniums quaternaires.

    Signes cliniques :

    • Pathologies buccales : stomatite, gingivite
    • Syndrome "coryza" (co-infection fréquente avec l’herpèsvirus félin, Mycoplasma felis et plus rarement avec Chlamydophila felis) : signes respiratoires (jetage nasal, écoulements oculaires...)
    • Affection systémique grave : provoquée par des souches hypervirulentes entrainant oedèmes, polyarthrite, fièvre, ulcères cutanés... et le plus souvent mortelle.

    Prévention / Vaccination :
    Vaccin : oui.

    En savoir plus sur le diagnostic de l’infection par la calicivirose féline par PCR en temps réel.

  • Calicivirus félin

    Recherche du calicivirus félin par RT-PCR en temps réel. Très large spécificité du test sur les calicivirus félins (souches responsables de coryza, bucco-stomatites, souches hypervirulentes…)

    Indications du test

    • Evaluation de l’excrétion virale et de la contagiosité des chats en collectivité.
    • Détermination du statut des reproducteurs en élevage.
    • Détection des porteurs asymptomatiques.
    • Diagnostic de calicivirose chez les chats présentant des signes cliniques (coryza, bucco-stomatites) et suivi de l’excrétion virale après guérison clinique.

    Caractéristiques du test

    Prélèvements à réaliser

    • Coryza : cellules oro-pharyngées / conjonctivales / nasales prélevées avec une cytobrosse (surtout si troubles chroniques) ou éventuellement un écouvillon sec.
      Autres prélèvements possibles : épanchement thoracique, poumon (non fixé).
    • Formes systémiques hypervirulentes : elles sont accompagnées d’une virémie, le prélèvement sanguin sur EDTA est donc approprié, raclage cutané si lésions cutanées.
    • Bucco-stomatites : cellules oro-pharyngées avec une cytobrosse au niveau des lésions.
    • Détermination de statut des animaux asymptomatiques et suivi après guérison : cellules oro-pharyngées (prélever sur les amygdales)

    Interprétation du résultat

    • Résultat négatif : absence du virus ou quantité inférieure au seuil de détection de la technique. Permet d’exclure une calicivirose chez un animal symptomatique.
    • Résultat positif  : présence du virus dans le prélèvement. Si la quantité d’ARN viral est très faible, nous vous l’indiquons sur le rapport d’analyse. Les résultats positifs sont à interpréter dans le contexte clinique et en fonction de la durée d’évolution. Il faut tenir compte d’un taux de portage asymptomatique de 8% (avec le test développé par Scanelis, dans les prélèvements buccaux). Le portage asymptomatique peut être plus fréquent chez les animaux hébergés en collectivité (refuges en particulier).
    Ne pas hésiter à nous consulter pour une interprétation du résultat quantitatif

  • Charte Scanelis

  • Chlamydia

    Recherche de Chlamydophila par PCR en temps réel.

    Indications du test

    • Diagnostic de chlamydiose chez les chats présentant des signes cliniques (conjonctivite, associés éventuellement des troubles respiratoires, troubles de la reproduction : avortement, mortinatalité)
    • Détection des porteurs asymptomatiques (en particulier en collectivité si cas cliniques ou avant de mettre en place un protocole vaccinal)

    Caractéristiques du test

    Prélèvements à réaliser

    • Signes oculaires : cellules conjonctivales avec une cytobrosse ou avec un écouvillon sec.
    • Signes oculaires et respiratoires : cellules conjonctivales et oro-pharyngées et/ou nasales avec une cytobrosse ou avec un écouvillon sec.
    • Troubles de la reproduction, morti-natalité : cellules vaginales avec une cytobrosse ou avec un écouvillon sec ou organes d’avortons (poumon, foie, rein, rate) sur tube sec.
    • Prélever si possible avant la mise en place d’un traitement antibiotique, y compris local.
    • Détermination de statut des animaux asymptomatiques : cellules conjonctivales et oro-pharyngées avec une cytobrosse ou avec un écouvillon sec.

    Interprétation du résultat

    • Résultat négatif : absence de la bactérie ou quantité inférieure au seuil de détection de la technique.
    • Résultat positif : présence de la bactérie dans le prélèvement.
      Si la quantité de bactérie est très faible, nous vous l’indiquons sur le rapport d’analyses. Les résultats positifs sont à interpréter dans le contexte clinique, en fonction de la durée d’évolution et des traitements éventuels. Le test Scanelis permet une évaluation quantitative de la charge. Pour une interprétation du résultat dans un contexte clinique, il faut tenir compte d’un taux de portage qui reste néanmoins faible d’environ 2 à 3 % des chats en collectivité (données bibliographiques) avec des charges bactériennes faibles.
    • Un traitement antibiotique récent ou en cours au moment du prélèvement peut modifier la sensibilité du test et/ou la charge bactérienne.
    Ne pas hésiter à nous consulter pour une interprétation du résultat quantitatif

  • Chlamydia abortus

  • Chlamydia abortus

  • Chlamydia abortus

  • Chlamydia psittaci

  • Chlamydophila

    Bactérie : Chlamydophila felis

    Classification : famille des Chlamydiaceae

    Espèce(s) hôte(s) : chat (le risque zoonotique n’est pas prouvé)

    Infection / pathologie associée : chlamydophilose (anciennement Chlamydiose).

    Caractéristique : bactérie intracellulaire obligatoire principalement des épithéliums conjonctival et nasal.

    Transmission : contact direct (sécrétions oculo-nasales),
    transmission probable in utero

    Prévalence : portage asymptomatique possible notamment chez des animaux vivant en collectivité ou issus de ces collectivités

    Résistance dans l’environnement : faible, mais survie de quelques jours
    dans les écoulements oculaires à température ambiante.

    Signes cliniques : plus fréquente chez les jeunes chats de moins de 1 an.
    Incubation de 2 à 5 jours, puis :

    • Syndrome "coryza" (plus ou moins en association avec l’herpèsvirus félin) avec principalement des signes oculaires : conjonctivite le plus souvent bilatérale plus ou moins mucopurulente, chemosis, blépharospasme ... et parfois associés à des signes respiratoires : éternuements, rhinite...
    • Avortement

    Prévention / Vaccination :
    Vaccin : oui

  • Chlamydia psittaci

    Détection de Chlamydophila psittaci par PCR en temps réel

    Indications du test

    - Diagnostic d’une Chlamydiose (Ornithose) chez un oiseau
    - Détection des animaux excréteurs sains
    - Evaluation du risque épidémiologique (mise en évidence de la circulation bactérienne en élevage)
    - Evaluation de la contamination environnementale (cage, volière...)
    - Evaluation du risque zoonotique (Psittacose) : charge de Chlamydophila excrétée par l’animal infecté

    Caractéristiques du test

    - PCR en temps réel
    - Seuil de détection
    - Analyse quantitative sur demande

    Prélèvements à réaliser

    - Animal malade : cellules conjonctivales, choanales ou cloacales (écouvillons secs et / ou cytobrosses)
    - Animal sain : cellules cloacales (écouvillon sec)

    Interprétation du résultat

    Le résultat de l’analyse PCR doit toujours être interprété dans le contexte clinique ou épidémiologique.
    - Positif : compatible avec une Chlamydiose ou un portage asymptomatique.
    Risque zoonotique potentiel
    - Négatif : absence de Chlamydophila ou quantité de cette bactérie inférieure au seuil de détection du test. Permet d’exclure une Chlamydiose chez un animal présentant des signes cliniques si les prélèvements adéquats ont été réalisés.

    Ne pas hésiter à nous consulter pour une interprétation du résultat quantitatif

  • Circovirus du canard

    Détection quantitative des différents Circovirus décrits chez le canard (barbarie/mulard/pekin).

    Indications du test

    - Diagnostic de certitude (individuel ou en pool) lors d’une suspicion clinique
    - Evaluation de l’excrétion cloacale du virus en l’absence de signes cliniques évocateurs afin d’estimer le niveau de contamination d’un site et d’adapter les mesures prophylactiques (vide sanitaire, désinfection, vaccination...) ou pour des études épidémiologiques

    Caractéristiques du test

    - PCR en temps réel
    - Seuil de détection
    - Analyse quantitative
    - Détection spécifique des Circovirus décrits chez le canard et pas de détection du circovirus de l’oie

    Prélèvements à réaliser

    - organes : rate(s), bourse(s) de Fabricius
    - écouvillon(s) cloacal(ux)

    Interprétation du résultat

    - Résultat positif  : présence du circovirus dans l’échantillon analysé. Interprétation en fonction de la charge virale mesurée et du contexte clinique.
    - Résultat négatif  : absence du circovirus ou quantité inférieure au seuil de détection. Permet d’exclure une forme aiguë de la maladie.

  • Complexe Toux de Chenil

    Analyse quantitative des charges virales en herpèsvirus canin, parainfluenza canin, adénovirus respiratoire canin type 2 et de la charge bactérienne en Bordetella bronchiseptica (agents pathogènes impliqués dans le complexe toux de chenil ou CIRD), responsables de troubles respiratoires, d’intensité variable, chez le chiot ou le jeune adulte.

    Indications du test

    • Diagnostic étiologique dans un contexte de troubles respiratoires d’intensité variable chez un chien isolé ou au sein d’un effectif de chiots ou éventuellement chiens adultes.
    • Evaluation du risque épidémiologique (mise en évidence de la circulation virale et/ou bactérienne en collectivité) et de la contamination de l’environnement.

    Caractéristiques du test

    Prélèvements à réaliser

    • Signes respiratoires : prélèvement nasal et oro-pharyngé profond (avec une cytobrosse ou avec un écouvillon sec (sur tube sec) (+ sang total sur tube EDTA).
    • Signes respiratoires profonds : liquide de lavage trachéo-bronchique ou broncho-alvéolaire sur tube EDTA ou tube sec (+ sang total sur tube EDTA).
    • Epanchement pleural
    • Post mortem : échantillon trachéal ou des voies respiratoires, poumon sur tube sec.
    • Ecouvillon (s) d’environnement, sur tube sec.
    • Prélever si possible avant la mise en place d’un traitement antibiotique.

    Interprétation du résultat

    • Résultat négatif : absence de virus et/ou de bactérie ou quantité inférieure au seuil de détection. Les agents recherchés ne sont pas impliqués dans la pathologie observée.
    • Résultat positif
      • Charge virale et/ou bactérienne faible ou très faible : évolution chronique ou portage viral et/ou bactérien sans signification clinique ou prélèvement réalisé pendant ou après un traitement antiviral ou antibiotique. La charge doit être également interprétée en fonction de la nature du prélèvement réalisé (agents pathogènes associés aux cellules).
      • Charge virale et/ou bactérienne moyenne, élevée ou très élevée : ces charges sont susceptibles d’expliquer les signes cliniques observés.
    • La prévalence de ces agents pathogènes étant plus ou moins élevée en collectivité, il est important de tenir compte des éléments épidémiologiques et cliniques pour interpréter les résultats de charges virales et/ou bactériennes.
    • Un traitement antibiotique récent ou en cours au moment du prélèvement peut modifier la sensibilité du test et/ou la charge bactérienne.
    Ne pas hésiter à nous consulter pour une interprétation du résultat quantitatif

  • Contact

  • Coronavirus canin

    Analyse quantitative de la charge virale en coronavirus canin responsable de troubles digestifs chez le chiot ou le chien adulte.
    Pour plus d’information concernant le SARS-CoV2 (Covid-19)

    Indications du test

    - Diagnostic de la coronavirose dans sa forme digestive
    - Evaluation du risque épidémiologique (mise en évidence de la circulation virale en collectivité) et de la contamination de l’environnement

    Caractéristiques du test

    - RT-PCR en temps réel
    - Seuil de détection
    - Analyse quantitative de la charge

    Prélèvements à réaliser

    - Ecouvillon rectal (y compris en post-mortem, écouvillon sec sans milieu de transport)
    - Ecouvillon d’environnement

    Interprétation du résultat

    • Résultat négatif : absence de virus ou quantité inférieure au seuil de détection
    • Résultat positif
      • Charge virale faible ou très faible  : portage viral sans signification clinique.
      • Charge virale moyenne, élevée ou très élevée : ces charges sont compatibles avec une coronavirose ou avec une co-infection (une infection par le parvovirus ou des parasites comme les Giardia ou les Coccidies est à rechercher).
        Le coronavirus seul peut cependant provoquer des diarrhées hémorragiques et des mortalités brutales chez le chiot (surtout entre 2 et 3 mois).

    Le coronavirus étant très fréquemment présent en collectivité, il est important de tenir compte des éléments épidémiologiques et cliniques pour interpréter les résultats de charges virales.

    Ne pas hésiter à nous consulter pour une interprétation du résultat quantitatif

  • Coronavirus du Furet

  • Coronavirus félin et PIF

    Analyse quantitative de la charge virale en coronavirus félin pour la détermination de statut des animaux asymptomatiques en collectivité et pour le diagnostic de la PIF.
    Pour plus d’information concernant le SARS-CoV2 (Covid-19)

    Indications du test

    • Evaluation de l’excrétion virale et de la contagiosité des chats en collectivité.
      Détermination du statut des reproducteurs en élevage.
      Détection des porteurs chroniques (analyses sur écouvillon rectal).
    • Diagnostic de la PIF chez les chats présentant des signes cliniques compatibles avec une PIF sèche ou humide. Confirmation des examens anatomo-pathologiques.

    Caractéristiques du test

    • RT-PCR en temps réel
    • Seuil de détection
    • Analyse quantitative de la charge virale pour la détermination de statut des animaux porteurs asymptomatiques
    • Le test ne distingue pas les coronavirus entéritiques des coronavirus de la PIF. Le choix du prélèvement à analyser est donc très important pour que le résultat soit interprétable et informatif.
    • Le test a été optimisé afin de ne pas détecter le virus dans le sang des animaux asymptomatiques (spécificité diagnostique du test de 96%) [évaluation sur 100 chats asymptomatiques porteurs de coronavirus entéritique].
      Chez les chats atteints de PIF sèche, la sensibilité du test sur prélèvement sanguin est de 94%. Chez les chats atteints de PIF humide, la sensibilité du test sur liquide d’épanchement abdominal est de 100%.

    Prélèvements à réaliser

    • Animaux asymptomatiques : écouvillon rectal (ER).
      Ce prélèvement n’est pas adéquat pour le diagnostic de PIF.
      Attention les animaux porteurs ne seront pas détectés si l’analyse est réalisée sur un prélèvement sanguin.
    • Formes sèches de PIF : LCR (formes nerveuses), humeur aqueuse, biopsies rénales ou hépatiques, sang EDTA (éventuellement sang et ER pour réaliser une double analyse chez les jeunes chatons). Le prélèvement sanguin doit être réalisé au moment des pics d’hyperthermie.
      Formes digestives : Noeud lymphatique mésentérique
      Formes oculaires (uvéite isolée) : Humeur aqueuse
      En post-mortem : organes présentant des lésions (rein, foie, poumon…).
      Découvrir DualDiag PIF (PCR quantitative Scanelis + Histo LAPVSO)
    • Formes humides de PIF : liquide d’épanchement abdominal ou thoracique sur tube EDTA. La sensibilité est supérieure sur les épanchements abdominaux.

    Interprétation du résultat

    • Analyse sur écouvillon rectal (animal asymptomatique)
      • Résultat négatif : absence de virus ou quantité inférieure au seuil de détection
      • Charge virale faible ou très faible : l’animal n’est probablement pas un porteur chronique, il peut éliminer le virus et est peu contagieux.
      • Charge virale moyenne, élevée et très élevée : l’animal est porteur de coronavirus et peut être un porteur chronique (à vérifier sur une seconde détermination quelques semaines plus tard pour les chats adultes, en particulier les reproducteurs). Ces animaux doivent être isolés car contagieux. Chez un chaton, des charges virales élevées sont fréquentes mais la plupart de ces animaux vont éliminer le virus, s’ils sont isolés des animaux excréteurs. Certains peuvent éventuellement présenter de la diarrhée.
    • Suspicion de PIF - analyse sur sang EDTA : les animaux atteints de PIF sont virémiques au moment des pics d’hyperthermie. Un résultat négatif sur un prélèvement sanguin ne permet pas d’exclure une PIF avec certitude en particulier en début d’évolution (sensibilité du test Scanelis de 94%). Un résultat positif est très en faveur d’une PIF. Toutefois certains animaux asymptomatiques peuvent être positifs dans le sang pendant quelques semaines après une primo-infection par des coronavirus entéritiques ; contrairement aux animaux malades, leur charge virale rectale est très élevée. C’est pourquoi sur des animaux (en particulier jeunes chatons) qui ont pu être infectés récemment, il est recommandé de réaliser une double analyse sang/ER. Si le sang est positif et la charge rectale très élevée, il est possible qu’il s’agisse d’une infection récente par des coronavirus entéritiques, l’hypothèse de PIF est peu probable mais ne peut être écartée chez un jeune chaton.
    • Suspicion de PIF - autres prélèvements : la présence de coronavirus dans le LCR ou l’humeur aqueuse permet de confirmer le diagnostic. Dans le cas d’une uvéite isolée, il est possible de retrouver le virus dans l’humeur aqueuse sans que l’animal ne développe une PIF. Dans les liquides d’épanchement, et surtout dans les organes, seules des charges virales significatives peuvent être interprétées. Si la quantité de virus est très faible dans les organes, l’hypothèse de PIF est peu probable et nous vous l’indiquerons sur le rapport d’analyse.
    En raison de la complexité de la PIF et des particularités de notre test, ne pas hésiter à nous consulter pour le choix des prélèvements et une aide à l’interprétation des résultats.

  • Coxiella burnetii

  • Coxiella burnetii

  • Coxiella burnetii

  • Cryptosporidium sp

  • Cryptosporidium sp

    Analyse quantitative de la charge en Cryptosporidium sp. responsable de troubles digestifs et d’un taux de mortalité élevé chez le lapereau.

    Indications du test

    - Diagnostic de la cryptosporidiose dans sa forme digestive
    - Détermination du statut excréteur
    - Suivi de traitement

    Caractéristiques du test

    - PCR en temps réel
    - Seuil de détection
    - Analyse quantitative de la charge

    Prélèvements à réaliser

    • Ecouvillon rectal (écouvillon sec sans milieu de transport)

    Interprétation du résultat

    - Résultat négatif : absence de la coccidie ou quantité inférieure au seuil de détection. Un résultat négatif n’exclut pas le portage de Cryptosporidium, car l’excrétion rectale est intermittente.
    - Résultat positif : présence du parasite dans le prélèvement. Les résultats positifs sont à interpréter dans le contexte épidémio-clinique et en fonction de la durée d’évolution. Le test PCR étant quantitatif, il est intéressant dans le suivi de traitement,
    afin d’évaluer son efficacité (diminution de la charge excrétée).

    Ne pas hésiter à nous consulter pour une interprétation du résultat quantitatif

  • Cryptosporidium sp.

    Analyse quantitative de la charge en Cryptosporidium sp. responsable de troubles digestifs chez le chat et le chien.
    Cryptosporidium sp. est une coccidie responsable de diarrhées chroniques du gros intestin et du grêle. Des co-infections sont possibles avec Giardia chez le chien et le chat, et Tritrichomonas foetus chez le chat.

    Indications du test

    - Diagnostic de la cryptosporidose dans sa forme digestive
    - Détermination du statut excréteur
    - Suivi de traitement

    Caractéristiques du test

    - PCR en temps réel
    - Seuil de détection
    - Analyse quantitative de la charge

    Prélèvements à réaliser

    • Ecouvillon rectal (écouvillon sec sans milieu de transport)
      Compte-tenu du caractère intermittent de l’excrétion et donc du risque de faux négatif sur un seul prélèvement, pour établir un diagnostic, on conseille :
      • Soit, au moins 3 analyses consécutives (si les deux premières sont négatives) sur des prélèvements réalisés à 1 semaine d’intervalle.
      • Soit une seule analyse réalisée sur un pool d’écouvillons rectaux prélevés tous les deux à trois jours sur 10 jours, (soit 3 à 5 écouvillons) et conservés au frigo (envoi groupé des 3 à 5 écouvillons). Cette option retarde le délai de diagnostic, mais couvre une période plus longue pour augmenter les chances de prélever pendant une phase d’excrétion.

    Interprétation du résultat

    - Résultat négatif : absence de la coccidie ou quantité inférieure au seuil de détection. Un résultat négatif n’exclut pas le portage de Cryptosporidium, car l’excrétion rectale est intermittente. En conséquence, plusieurs tests consécutifs ou un seul test sur un mélange de prélèvements réalisés à quelques jours d’intervalle sont nécessaires afin de confirmer l’absence de Cryptosporidium (voir protocole conseillé ci-dessus).
    - Résultat positif : présence du parasite dans le prélèvement. Les résultats positifs sont à interpréter dans le contexte épidémio-clinique et en fonction de la durée d’évolution. Le test PCR étant quantitatif, il est intéressant dans le suivi de traitement,afin d’évaluer son efficacité (diminution de la charge excrétée).

    Ne pas hésiter à nous consulter pour une interprétation du résultat quantitatif

  • Cryptosporidium sp.

    Analyse quantitative de la charge en Cryptosporidium sp. responsable de troubles digestifs chez le chat et le chien.
    Cryptosporidium sp. est une coccidie responsable de diarrhées chroniques du gros intestin et du grêle. Des co-infections sont possibles avec Giardia chez le chien et le chat, et Tritrichomonas foetus chez le chat.

    Indications du test

    - Diagnostic de la cryptosporidose dans sa forme digestive
    - Détermination du statut excréteur
    - Suivi de traitement

    Caractéristiques du test

    - PCR en temps réel
    - Seuil de détection
    - Analyse quantitative de la charge

    Prélèvements à réaliser

    • Ecouvillon rectal (écouvillon sec sans milieu de transport)
      Compte-tenu du caractère intermittent de l’excrétion et donc du risque de faux négatif sur un seul prélèvement, pour établir un diagnostic, on conseille :
      • Soit, au moins 3 analyses consécutives (si les deux premières sont négatives) sur des prélèvements réalisés à 1 semaine d’intervalle.
      • Soit une seule analyse réalisée sur un pool d’écouvillons rectaux prélevés tous les deux à trois jours sur 10 jours, (soit 3 à 5 écouvillons) et conservés au frigo (envoi groupé des 3 à 5 écouvillons). Cette option retarde le délai de diagnostic, mais couvre une période plus longue pour augmenter les chances de prélever pendant une phase d’excrétion.

    Interprétation du résultat

    - Résultat négatif : absence de la coccidie ou quantité inférieure au seuil de détection. Un résultat négatif n’exclut pas le portage de Cryptosporidium, car l’excrétion rectale est intermittente. En conséquence, plusieurs tests consécutifs ou un seul test sur un mélange de prélèvements réalisés à quelques jours d’intervalle sont nécessaires afin de confirmer l’absence de Cryptosporidium (voir protocole conseillé ci-dessus).
    - Résultat positif : présence du parasite dans le prélèvement. Les résultats positifs sont à interpréter dans le contexte épidémio-clinique et en fonction de la durée d’évolution.
    Le test PCR étant quantitatif, il est intéressant dans le suivi de traitement,
    afin d’évaluer son efficacité (diminution de la charge excrétée).

    Ne pas hésiter à nous consulter pour une interprétation du résultat quantitatif

  • Dans quel délai les résultats d’analyses sont-ils rendus au vétérinaire prescripteur ?

    Pour les demandes d’analyses de pathologie infectieuse, Scanelis s’engage sur les délais suivants :

    - Process standard : J +2 à réception des prélèvements,
    - Process URGENT (supplément de 14 € TTC par dossier) : J +1 à réception des prélèvements

  • Délais

    Process standard : des résultats garantis à J+2

    Scanelis offre aux vétérinaires la garantie de résultats de PCR quantitative à J+2 (J=Jour de réception des prélèvements, délai en jours ouvrés) pour la détection d’agents infectieux chez de nombreuses espèces animales. Ce délai standard vous est garanti pour les analyses concernant les carnivores domestiques (Chien/Chat), les NAC, les volailles/lapins (délai supplémentaire en cas de typage) et les ruminants (bovins/ovins/caprins)

    Process URGENT : des résultats garantis à J+1

    Pour la garantie d’un résultat à J+1 (J=jour de réception des échantillons, délai en jours ouvrés), Scanelis propose le traitement des analyses en process Urgent (tarif 2019 : 14€ TTC à ajouter au montant des analyses).
    NB : tous nos tarifs pour les analyses PCR chez les CHEVAUX incluent le traitement des analyses en process Urgent (résultats garantis à J+1)

    Envoi + analyses : optimiser les délais

    Envoyez le jour J en Chronopost Scanelis, recevez vos résultats d’analyses dès J+2 ! (J=jour d’expédition des prélèvements, délai en jours ouvrés)

    Ce service est utilisable pour les seules expéditions depuis la France métropolitaine (ne pas utiliser depuis la Corse ou les DOM).

    En savoir plus sur l’envoi en Chronopost

    Rapidité et Fiabilité

    Scanelis offre aux vétérinaires un service très rapide tout en garantissant la très haute fiabilité de ses analyses grâce à plusieurs atouts majeurs :
    - la spécialisation : Scanelis offre une large gamme de tests de diagnostic qui utilisent une seule méthode : la PCR quantitative.
    - une forte capacité de Recherche et Développement : lors de la conception et du développement de chaque nouveau test, notre équipe de R&D prend en compte les contraintes industrielles afin de permettre la mise en oeuvre de toutes les analyses dans des conditions similaires quotidiennement.
    - une plateforme analytique à haut-débit, flexible et fiable : notre plateforme analytique permet la réalisation d’un grand nombre d’analyses PCR quantitative (120000 l’année dernière), tout en restant extrêmement flexible : les échantillons sont pris en charge dès réception et toutes les analyses sont mises en oeuvre chaque jour ouvré.
    Scanelis a doublé tous les équipements de la plateforme analytique afin de garantir la continuité du service en cas de panne ou maintenance.
    - des locaux dédiés à la PCR
    - une démarche d’assurance qualité
    - une équipe de spécialistes

  • Développement de tests à façon

  • Diagnostic direct vs indirect

    Le diagnostic de laboratoire des maladies infectieuses fait appel à deux grands types de techniques :

    • des techniques dites directes qui permettent de rechercher l’agent pathogène en cause ou une partie de celui-ci (antigène, génome)
    • des techniques indirectes qui mettent en évidence la réponse de l’hôte à l’infection (le plus souvent réponse immunitaire humorale ou "sérologique").

    La mise en évidence d’une réponse immunitaire dans un processus infectieux, si elle est facile à mettre en oeuvre, peut aussi parfois poser des problèmes d’interprétation. C’est le cas notamment :

    • lorsque la vaccination a été réalisée pour la maladie suspectée,
    • lorsqu’il s’agit de faire la différence entre une infection récente ou plus ancienne (mise en évidence d’une augmentation du titre en anticorps ou "séroconversion")
    • chez un jeune animal auquel ont été transmis des anticorps d’origine maternelle,
      le développement d’une réponse immunitaire détectable peut être perturbé lorsque l’infection provoque une immunodépression. Le cas typique est celui de la maladie de Carré chez le chien.

    Dans tous ces cas il est intéressant de faire appel à des techniques directes de mise en évidence de l’agent infectieux :

    • mise en culture,
    • mise en évidence de l’agent pathogène en microscopie,
    • test immunologique de détection d’antigènes...
    • la PCR ou la PCR en temps réel et autres techniques de biologie moléculaire

    Les méthodes de diagnostic direct et indirect sont complémentaires, mais pour une même maladie, l’une ou l’autre peut être plus intéressante selon les cas (âge, traitement, durée d’évolution).

  • Diagnostic moléculaire

    Ensemble des méthodes de détection, quantification ou typage dont la cible est un acide nucléique (ADN ou ARN). La PCR (et méthodes dérivées) est la méthode de diagnostic moléculaire la plus utilisée.

  • DualDiag en pratique

    Prélèvements

    • Prélever les mêmes organes pour les deux techniques
      (DualDiag PIF : sauf pour le tube digestif qui n’est pas utilisable en PCR).
    • Pour l’examen histo-pathologique (LAPVSO), les organes sont expédiés dans le formol
      Pour l’examen cytologique (LAPVSO), réaliser les étalements sur lames propres, séchées à l’air, sans fixation, non colorées, non recouvertes de lamelles, protégées des vapeurs de formol environnantes. Plusieurs lames sont acceptées pour le type de cytologie choisie.
    • Pour la PCR quantitative (Scanelis), les prélèvements ne sont pas fixés
      Liquide d’épanchement : tube sec / EDTA
      Organes : tube / flacon sec (sans milieu de transport)

    N’hésitez pas à nous joindre par téléphone pour le choix des prélèvements : Scanelis au 05 34 50 50 90 ou le LAPVSO au 05 34 40 77 88

    Envoi

    • Mettre les prélèvements dans deux pochettes identifiées au nom de chaque laboratoire avant de préparer le colis
    • Envoyer la totalité au LAPVSO
    • Imprimer le bordereau Chronopost pour envoi au LAPVSO sur le site web du LAPVSO

    Tarif

    Le tarif indiqué sur la fiche de demande d’analyses du DualDiag choisi comprend les prestations suivantes :

    • Envoi en Chronopost au LAPVSO + transfert des prélèvements pour la PCR quantitative vers le laboratoire Scanelis
    • Examen histo-pathologique (+/- cytologique selon le DualDiag concerné)
    • PCR quantitative sur 1 à 3 prélèvements analysés en mélange
    • Rapports d’analyses de chaque laboratoire
    • Une synthèse concertée des résultats réalisée conjointement par les vétérinaires des deux laboratoires
    • Modalités de paiement : chèque du propriétaire joint, à l’ordre du LAPVSO ou facturation à la clinique vétérinaire

    Délai

    • 3 jours ouvrés à compter de la réception des prélèvements au LAPVSO
    • Envoi des résultats à la clinique par mail ou par fax, selon votre choix

  • DualDiag Leishmaniose

    DualDiag Leishmaniose en quelques mots :

    • une quantification de Leishmania infantum au coeur des lésions cytologiques et histologiques
    • une interprétation conjointe des résultats par deux équipes d’experts en infectiologie et en anatomie pathologique
    • un seul envoi (au LAPVSO) et un seul rapport d’analyses
    • Télécharger la fiche de demande d’analyses DualDiag Leishmaniose

    Envoi de vos prélèvements pour une analyse DualDiag Leishmaniose : suivez le guide !

    1 & 2 Prélèvements pour PCR : 1 à 3 prélèvements au choix analysés en mélange : biopsie cutanée, cytoponction nodale et/ou ponction médullaire (voir modalités pratiques sur les prélèvements). Les tubes sont placés dans la boîte Scanelis.

    3 & 4 Prélèvements pour Histologie et Cytologie :
    - Histologie : 2 ou 3 biopsies cutanées dans le pot de formol à 4% (voir modalités pratiques sur les prélèvements)
    - Cytologie : cytoponction nodale ou cytoponction médullaire (voir modalités pratiques sur les prélèvements)
    Placer le pot et les lames dans un sachet à fermeture à pression, puis les placer dans la languette capitonnée qui repliée sur elle-même forme un rectangle que l’on emboîte dans le carton de transport rigide et creux selon son grand côté (dans le sens de sa longueur)

    5 Joindre la feuille de commémoratifs DualDiag Leishmaniose correctement renseignée

    6 Placer l’ensemble, boîte Scanelis, carton LAPVSO et fiche de commémoratifs DualDiag Leishmaniose dans la pochette Chronopost portant les étiquettes Matière Biologique Catégorie B et Chronopost pré-affranchie à l’adresse du LAPVSO

  • DualDiag Pif

    DualDiag PIF en quelques mots :

    • une quantification du coronavirus au coeur des lésions histologiques
    • une interprétation conjointe des résultats par deux équipes
      d’experts en infectiologie et en anatomie pathologique
    • un seul envoi (au LAPVSO) et un seul rapport d’analyses
    • Télécharger la fiche de demande d’analyses DualDiag PIF

    Envoi de vos prélèvements pour une analyse DualDiag PIF : suivez le guide !

    1 & 2 Prélèvements pour PCR : 1 ou 2 fragments d’organes ou liquide d’épanchement dans tubes secs sans milieu de transport (éventuellement liquide d’épanchement sur tube EDTA). Les tubes sont placés dans la boîte Scanelis

    3 & 4 Prélèvements pour Histologie : 1 ou 2 biopsies ou fragments d’organes dans le pot de formol à 4%, pot à enfermer dans un sachet à fermeture à pression, puis à placer dans la languette capitonnée qui repliée sur elle-même forme un rectangle que l’on emboîte dans le carton de transport rigide et creux selon son grand côté (dans le sens de sa longueur)

    5 Joindre la feuille de commémoratifs DualDiag PIF correctement renseignée

    6 Placer l’ensemble, boîte Scanelis, carton LAPVSO et fiche de commémoratifs DualDiag PIF dans la pochette Chronopost portant les étiquettes Matière Biologique Catégorie B et Chronopost pré-affranchie à l’adresse du LAPVSO

  • DualDiag Stomatites félines

    DualDiag Stomatites félines en quelques mots :

    • une quantification de 1 à 4 virus au coeur des lésions
      • Herpèsvirus félin
      • Calicivirus félin
      • FeLV
      • FIV
    • une interprétation conjointe des résultats par deux équipes d’experts en infectiologie et en anatomie pathologique
    • un seul envoi (au LAPVSO) et un seul rapport d’analyses
    • Télécharger la fiche de demande d’analyses DualDiag Stomatites félines

    Envoi de vos prélèvements pour une analyse DualDiag Stomatites félines  : suivez le guide !

    1 & 2 Prélèvements pour PCR : 1 à 3 biopsies gingivales (voir modalités pratiques sur les prélèvements). Le(s) tube(s) est(sont) placé(s) dans la boîte Scanelis.

    3 & 4 Prélèvements pour Histologie :
    2 ou 3 biopsies gingivales dans le pot de formol à 4% (voir modalités pratiques sur les prélèvements)
    Placer le pot dans un sachet à fermeture à pression, puis les placer dans la languette capitonnée qui repliée sur elle-même forme un rectangle que l’on emboîte dans le carton de transport rigide et creux selon son grand côté (dans le sens de sa longueur)

    5 Joindre la feuille de commémoratifs DualDiag Stomatites félines correctement renseignée

    6 Placer l’ensemble, boîte Scanelis, carton LAPVSO et fiche de commémoratifs DualDiag Stomatites félines dans la pochette Chronopost portant les étiquettes Matière Biologique Catégorie B et Chronopost pré-affranchie à l’adresse du LAPVSO

  • DualDiag Viroses cutanées

    DualDiag Viroses cutanées en quelques mots :

    • une quantification de 1 à 5 virus au coeur des lésions histologiques
      • Herpèsvirus félin
      • Calicivirus félin
      • Poxvirus félin
      • FeLV
      • FIV
    • une interprétation conjointe des résultats par deux équipes d’experts en infectiologie et en anatomie pathologique
    • un seul envoi (au LAPVSO) et un seul rapport d’analyses
    • Télécharger la fiche de demande d’analyses DualDiag Viroses cutanées

    Envoi de vos prélèvements pour une analyse DualDiag Viroses cutanées : suivez le guide !

    1 & 2 Prélèvements pour PCR : 1 à 3 biopsies cutanées (voir modalités pratiques sur les prélèvements). Le(s) tube(s) est(sont) placé(s) dans la boîte Scanelis.

    3 & 4 Prélèvements pour Histologie :
    2 ou 3 biopsies cutanées dans le pot de formol à 4% (voir modalités pratiques sur les prélèvements)
    Placer le pot dans un sachet à fermeture à pression, puis les placer dans la languette capitonnée qui repliée sur elle-même forme un rectangle que l’on emboîte dans le carton de transport rigide et creux selon son grand côté (dans le sens de sa longueur)

    5 Joindre la feuille de commémoratifs DualDiag Viroses cutanées correctement renseignée

    6 Placer l’ensemble, boîte Scanelis, carton LAPVSO et fiche de commémoratifs DualDiag Viroses cutanées dans la pochette Chronopost portant les étiquettes Matière Biologique Catégorie B et Chronopost pré-affranchie à l’adresse du LAPVSO

  • Ehrlichia / Anaplasma

  • Ehrlichia / Anaplasma

  • Ehrlichia / Anaplasma

  • Expédition - Chronopost

    Pour profiter pleinement de l’efficacité du service de Scanelis et recevoir vos résultats d’analyses dans les meilleurs délais, Scanelis vous recommande d’expédier vos prélèvements en Chronopost via le formulaire ci-bas pour un coût de 14€ TTC à régler avec vos analyses.

    Envoi en Chronopost Scanelis




    Ce service est utilisable pour les seules expéditions depuis la France métropolitaine (ne pas utiliser depuis la Corse ou les DROM-COM).

    Autres solutions d’envoi

    Le service Chrono Scanelis est facultatif. Vous pouvez choisir d’acheminer vos échantillons vers le laboratoire Scanelis par tout autre moyen de transport, en respectant la réglementation en vigueur pour l’expédition des prélèvements biologiques. Vos prélèvements biologiques doivent être envoyés au laboratoire Scanelis - 9 allée Charles Cros - CS 70006 - 31771 Colomiers Cedex

    Expédition à température ambiante

    Pour vos analyses PCR, les échantillons peuvent être transportés à température ambiante.
    Exception : organes congelés non formolés, expédiés sous le régime du froid

    Conseils et réglementation

    Vos différents prélèvements doivent impérativement être envoyés dans des contenants ETANCHES et adaptés à l’envoi d’échantillons biologiques (conforme à la norme P650). Un triple emballage du prélèvement est nécessaire.

  • FeLV

    Analyse quantitative de la forme virale et provirale du virus de la leucose féline, Feline Leukemia Virus (FeLV) chez le chat ou les autres félidés (tigre, lion, panthère...).
    Permet de détecter des infections regressives ou progressives.

    Indications du test

    Animaux symptomatiques

    - Diagnostic d’une infection à FeLV à l’origine de signes cliniques variés (anémie, infections récidivantes, lymhomes, ...) en particulier dans les formes localisées (stomatites) ou tumorales.
    - Contrôle de tests immunologiques douteux, positifs (intérêt de la PCR quantitative) ou négatifs en cas de forte suspicion.
    - Suivi de la charge virale et/ou provirale sanguine (test sur demande, nous consulter)

    Animaux asymptomatiques

    - Phase précoce de l’infection (contact récent)
    - Contrôle prévaccinal
    - Contrôle des chats donneurs de sang : recommandation de l’ABCD
    - Confirmation d’un résultat positif ou douteux en test immunologique (test rapide ou réalisé en laboratoire)
    La PCR permet de détecter les formes régressives de l’infection pendant lesquelles les tests immunologiques peuvent être négatifs

    Quel que soit le statut clinique de l’animal

    - Confirmation des tests immunologiques douteux

    Caractéristiques du test

    • RT-PCR en temps réel : amplification quantitative de l’ARN et de l’ADN viral
      Détection du provirus (génome du virus intégré dans le génome du chat, essentiel dans le cycle de réplication des rétrovirus) et du génome virus libre (traduit une réplication virale)
    • Seuil de détection
    • Analyse quantitative sur plasma ou serum pour un suivi de la charge virale (sur demande, nous consulter)

    Prélèvements à réaliser

    • Sang (EDTA)
    • Sang (EDTA) et cellules oropharyngées (cytobrosse ou écouvillon sec) en cas de symptômes buccaux (stomatite, gingivite, …)
    • LCR ou humeur aqueuse pour les formes nerveuses /oculaires (uvéites) (et éventuellement sang sur EDTA)
    • Tissu tumoral, organes, noeuds lymphatiques… (non fixés)

    Interprétation du résultat

    • Résultat négatif : absence d’infection par le FeLV ou charge virale dans l’échantillon inférieure au seuil de détection du test. Permet d’exclure l’étiologie de leucose sur un animal symptomatique.
    • Résultat positif : l’animal est infecté par le FeLV (l’infection peut éventuellement être régressive si la charge est faible)
      Certains animaux positifs faibles peuvent se révéler négatifs sur une analyse ultérieure. Il est cependant peu probable qu’ils se soient débarassés de la forme intégrée du virus (provirus). Il est conseillé de suivre régulièrement ces animaux pour vérifier l’évolution de leur statut (infection regressive/progressive, évolution de la charge virale...). Une réactivation de l’infection (stade regressive à infection progressive) est possible dans certaines circonstances (infection ultérieure par le FIV, traitements immunosuppresseurs...)
    Plus d’infos sur la prévalence des rétrovirus félins

  • FIV

    Analyse quantitative de la forme virale et provirale du Feline Immunodeficiency Virus (FIV) chez le chat ou les autres félidés (tigre, lion, panthère...).

    Indications du test

    Animaux symptomatiques

    - Diagnostic d’une infection à FIV à l’origine de signes cliniques variés (anémie, immunodépression, infections récidivantes, …).
    - Contrôle des animaux détectés positifs par les tests immunologiques
    - Suivi de la charge virale sanguine (test sur demande, nous consulter)

    Animaux asymptomatiques

    - Phase précoce de l’infection (contact récent)
    - Jeunes chatons nés de mère infectée ou présentant une sérologie positive
    - Confirmation d’un résultat positif en test immunologique (réalisé à la clinique ou en laboratoire)

    Quel que soit le statut clinique de l’animal

    - Confirmation des tests immunologiques douteux

    Caractéristiques du test

    • RT-PCR en temps réel : amplification de l’ARN et de l’ADN viral
      Détection et quantification du provirus (génome du virus intégré dans le génome du chat, essentiel dans le cycle de réplication des rétrovirus) ET du virus libre (traduit une réplication virale)
    • Seuil de détection
    • Analyse quantitative sur serum ou plasma sur demande (nous consulter)

    Prélèvements à réaliser

    • Sang (EDTA)
    • Moelle osseuse (EDTA)
    • Sang (EDTA) et cellules oropharyngées (cytobrosse ou écouvillon sec) en cas de symptômes buccaux (stomatite, gingivite…)
    • LCR ou humeur aqueuse pour les formes nerveuses /oculaires (uvéites) (et sang éventuellement)
    • Tissu tumoral, organes, noeuds lymphatiques, épanchements, biopsie de coussinets… (non fixés)

    Interprétation du résultat

    • Résultat négatif : absence d’infection par le FIV ou charge virale dans l’échantillon inférieure au seuil de détection du test. Permet d’exclure l’étiologie sur un animal symptomatique.
    • Résultat positif : l’animal est infecté par le FIV. La charge virale est corrélée aux signes cliniques, il est donc possible de suivre la progression de la maladie chez un chat séropositif.

  • FIV

    Virus : Virus de l’immunodéficience féline ou Feline immunodeficiency Virus (FIV)

    Classification : Lentivirus de la famille des Retroviridae, virus à ARN

    Espèce(s) hôte(s) : chats domestiques et félidés sauvages

    Infection / pathologie associée : Immunodéficience féline ("sida" du chat)

    Caractéristiques : virus très instable génétiquement

    Transmission : Principalement par la salive (morsures). Possible in utero et à la mise bas.

    Prévalence et portage asymptomatique : la prévalence du FIV a nettement diminué en Europe ces 20 dernières années grâce aux mesures de prophylaxies sanitaire et vaccinale.
    > Plus d’infos sur la prévalence des rétrovirus félins

    Résistance dans l’environnement : très faible, de l’ordre de quelques minutes dans le milieu extérieur. Sensible à tous les désinfectants usuels, dont le savon ordinaire.

    Signes cliniques :
    3 étapes se succèdent dans l’évolution de la maladie :

    • Phase aigüe : elle fait suite à l’infection du virus (fièvre, abattement, polyadénomégalie)
    • Phase asymptomatique : le chat est porteur du virus mais présente peu de symptômes (gingivo-stomatite, rhinite, lymphadénopathie, perte de poids...). Cette phase peut durer plusieurs années, voire toute la vie.
    • Phase terminale : le système immunitaire du chat est épuisé.
      Le FIV est un virus qui affaiblit progressivement le système immunitaire du chat ; les signes cliniques observés chez les chats infectés sont très souvent dus à des maladies secondaires et non au FIV directement.

    Prévention / vaccination :
    Vaccin : non
    Castration pour éviter les fugues et les bagarres entre chats.

    En savoir plus sur le diagnostic du virus de l’immunodéficience féline par PCR en temps réel.

  • Formulaires PCR

    Vous pouvez télécharger ci-dessous les différentes fiches de demande d’analyses correspondant au catalogue de tests PCR proposés par Scanelis. Merci de joindre le document correspondant à votre demande avec vos prélèvements.

    Télécharger le formulaire PCR Chien
    Télécharger le formulaire PCR Chat
    Télécharger le formulaire PCR NAC (oiseaux, furet, lapin)
    Télécharger le formulaire PCR Cheval
    Télécharger le formulaire PCR Ovins/Caprins
    Télécharger le formulaire PCR Lapins
    Télécharger le formulaire PCR Volailles
    Télécharger le formulaire PCR Bovins
    Télécharger le formulaire PCR Aquaculture
    Animaux de laboratoire
    Contrôle Qualité
    PCR+Histo (chien/chat)
    Fiche de prélèvements d’environnement

    Fiches de demandes d’analyses au format PDF. Télécharger une version gratuite d’Adobe reader

  • Génotypage Ob

    La souris Ob constitue un modèle d’étude de l’obésité et du diabète. Seules les souris homozygotes pour la mutation ponctuelle Lepob sont obèses et sont phénotypiquement différentes vers l’âge de 4 semaines.
    Les souris maigres peuvent être hétérozygotes (Lepob/Lep+) ou sauvages (Lep+/Lep+).

    Afin de permettre aux fournisseurs d’animaux de laboratoire ou utilisateurs de souris Ob une détermination précoce de la zygosité des animaux, Scanelis a développé et validé un test de génotypage de la mutation Lepob.

    N’hésitez pas à nous nous consulter pour plus d’informations et pour connaître nos conditions tarifaires.

  • Giardia

  • Giardia

    Analyse quantitative de la charge en Giardia responsable de troubles digestifs chez le chat et le chien.
    Giardia est un protozoaire flagellé responsable de diarrhées du grêle. Des co-infections sont possibles avec Cryptosporidium sp. chez le chien et le chat, et Tritrichomonas foetus chez le chat, avec lequel il est facilement confondu en microscopie.

    Indications du test

    - Diagnostic de la giardiose dans sa forme digestive
    - Détermination du statut excréteur
    - Suivi de traitement

    Caractéristiques du test

    - PCR en temps réel
    - Seuil de détection
    - Analyse quantitative de la charge

    Prélèvements à réaliser

    • Ecouvillon rectal (écouvillon sec sans milieu de transport)
      Compte-tenu du caractère intermittent de l’excrétion et donc du risque de faux négatif sur un seul prélèvement, pour établir un diagnostic, on conseille :
      • Soit, au moins 3 analyses consécutives (si les deux premières sont négatives) sur des prélèvements réalisés à 1 semaine d’intervalle.
      • Soit une seule analyse réalisée sur un pool d’écouvillons rectaux prélevés tous les deux jours sur 10 jours, (soit 5 écouvillons) et conservés au frigo (envoi groupé des 5 écouvillons). Cette option retarde le délai de diagnostic, mais couvre une période plus longue pour augmenter les chances de prélever pendant une phase d’excrétion.

    Interprétation du résultat

    - Résultat négatif  : absence du protozoaire ou quantité inférieure au seuil de détection. Un résultat négatif n’exclut pas le portage en Giardia, car l’excrétion rectale est intermittente. En conséquence, plusieurs tests consécutifs ou un seul test sur un mélange de prélèvements réalisés à quelques jours d’intervalle sont nécessaires afin de confirmer l’absence de Giardia (voir protocole conseillé ci-dessus).
    - Résultat positif  : présence du parasite dans le prélèvement. Les résultats positifs sont à interpréter dans le contexte épidémio-clinique et en fonction de la durée d’évolution. Le test PCR étant quantitatif, il est intéressant dans le suivi de traitement, afin d’évaluer son efficacité (diminution de la charge excrétée).

    Ne pas hésiter à nous consulter pour une interprétation du résultat quantitatif.

  • Giardia

    Analyse quantitative de la charge en Giardia responsable de troubles digestifs chez le chat et le chien.
    Giardia est un protozoaire flagellé responsable de diarrhées du grêle. Des co-infections sont possibles avec Cryptosporidium sp. chez le chien et le chat, et Tritrichomonas foetus chez le chat, avec lequel il est facilement confondu en microscopie.

    Indications du test

    - Diagnostic de la giardiose dans sa forme digestive
    - Détermination du statut excréteur
    - Suivi de traitement

    Caractéristiques du test

    - PCR en temps réel
    - Seuil de détection
    - Analyse quantitative de la charge

    Prélèvements à réaliser

    • Ecouvillon rectal (écouvillon sec sans milieu de transport)
      Compte-tenu du caractère intermittent de l’excrétion et donc du risque de faux négatif sur un seul prélèvement, pour établir un diagnostic, on conseille :
      • Soit, au moins 3 analyses consécutives (si les deux premières sont négatives) sur des prélèvements réalisés à 1 semaine d’intervalle.
      • Soit une seule analyse réalisée sur un pool d’écouvillons rectaux prélevés tous les deux jours sur 10 jours, (soit 5 écouvillons) et conservés au frigo (envoi groupé des 5 écouvillons). Cette option retarde le délai de diagnostic, mais couvre une période plus longue pour augmenter les chances de prélever pendant une phase d’excrétion.

    Interprétation du résultat

    - Résultat négatif  : absence du protozoaire ou quantité inférieure au seuil de détection. Un résultat négatif n’exclut pas le portage en Giardia, car l’excrétion rectale est intermittente. En conséquence, plusieurs tests consécutifs ou un seul test sur un mélange de prélèvements réalisés à quelques jours d’intervalle sont nécessaires afin de confirmer l’absence de Giardia (voir protocole conseillé ci-dessus).
    - Résultat positif  : présence du parasite dans le prélèvement. Les résultats positifs sont à interpréter dans le contexte épidémio-clinique et en fonction de la durée d’évolution.
    Le test PCR étant quantitatif, il est intéressant dans le suivi de traitement,
    afin d’évaluer son efficacité (diminution de la charge excrétée).

    Ne pas hésiter à nous consulter pour une interprétation du résultat quantitatif.

  • Helicobacter

    Détection par PCR en temps réel de l’ensemble des souches d’Helicobacter chez le rat et la souris de laboratoire
    et/ou Détection spécifique par PCR en temps réel d’ Helicobacter hepaticus .
    Typage de la(des) souche(s) impliquée(s) dans l’infection.

    Indications du test

    • Diagnostic des infections à Helicobacter spp. dans le cadre des recommandations FELASA (Federation of European Laboratory Science Associations) et en particulier de H. hepaticus, H. bilis, H. muridarum, F. rappini, H. rodentium et H. trogontum. La présence de ces bactéries peut interférer avec les résultats expérimentaux
    • Diagnostic d’une infection à Helicobacter chez un animal symptomatique
    • Evaluation du risque épidémiologique (mise en évidence de la circulation bactérienne en animalerie)
    • Epidémiologie moléculaire : origine et traçabilité d’une infection

    Caractéristiques du test

    • PCR en temps réel Helicobacter spp. : détection de toutes les souches d’Helicobacter
    • PCR en temps réel Helicobacter hepaticus : détection spécifique de H. hepaticus
    • Seuils de détection
    • Analyses quantitatives possibles (sur demande)
    • Typage possible de la(des) souche(s) majoritairement amplifiée(s) par séquençage et recherche d’homologie de séquence

    Prélèvements à réaliser

    • Paroi de caecum (non fixée) : les prélèvements de 2 à 3 animaux peuvent être groupés afin de réduire le coût des analyses
    • Fèces de cage ou individuels (sans milieu de transport)
    • Prélèvements environnementaux

    Interprétation du résultat

    • Résultat positif : l’animal ou les animaux sont infectés par une espèce d’Helicobacter .
      La confirmation ou l’exclusion de la présence d’ H. hepaticus peut alors être réalisée par PCR en temps réel.
      Un typage par séquençage et recherche d’homologies de séquence permet l’identification de la(des) souche(s) impliquée(s) dans l’infection.
    • Résultat négatif : compatible avec des animaux « Helicobacter free » (ou quantité inférieure au seuil de détection du test)

  • Hémoplasmes

    Recherche de Mycoplasma haemofelis (grande forme) et Candidatus Mycoplasma haemominutum (petite forme) par PCR en temps réel.

    Indications du test

    • Diagnostic de de l’hémobartonellose féline
    • Suivi de la charge bactérienne per et post traitement antibiotique
    • Détection des porteurs asymptomatiques.

    Caractéristiques du test

    Prélèvements à réaliser

    • Diagnostic de l’hémobartonellose féline : sang total (EDTA), moelle osseuse, biopsies spléniques ou hépatiques.
    • Suivi de l’efficacité de traitement : sang total (EDTA)
    • Dépistage des porteurs sains : sang total (EDTA), moelle osseuse, ponctions de rate

    Interprétation du résultat

    • Résultat négatif : absence de la ou des bactérie(s) ou quantité inférieure au seuil de détection de la technique. Permet d’exclure une hémobartonellose clinique.
    • Résultat positif  : il s’interprète en fonction du type d’hémobartonelle détecté et de la charge de celle-ci. Une charge élevée de la grande ou petite forme d’hémobartonelles est compatible avec une forme clinique, alors qu’une très faible charge ne l’est pas. L’interprétation d’un résultat positif en petite forme est parfois délicat, même si la charge détectée est moyenne, car certains chats tolèrent des charges relativement élevées sans déclarer de signes cliniques associés.
    Ne pas hésiter à nous consulter pour une interprétation du résultat quantitatif

  • Hémoplasmes

    Recherche de Mycoplasma haemocanis (grande forme) et Candidatus Mycoplasma haematoparvum (petite forme) par PCR en temps réel.

    Indications du test

    • Diagnostic de de l’hémobartonellose canine
    • Suivi de la charge bactérienne per et post traitement antibiotique
    • Détection des porteurs asymptomatiques.

    Caractéristiques du test

    Prélèvements à réaliser

    • Diagnostic de l’hémobartonellose canine : sang total (EDTA), moelle osseuse, biopsies spléniques ou hépatiques.
    • Suivi de l’efficacité de traitement : sang total (EDTA)
    • Dépistage des porteurs sains : sang total (EDTA), moelle osseuse, ponctions de rate

    Interprétation du résultat

    • Résultat négatif : absence de la ou des bactérie(s) ou quantité inférieure au seuil de détection de la technique. Permet d’exclure une hémobartonellose clinique.
    • Résultat positif  : il s’interprète en fonction du type d’hémobartonelle détecté et de la charge de celle-ci.
    Ne pas hésiter à nous consulter pour une interprétation du résultat quantitatif

  • Herpèsvirose équine à EHV-1

    Recherche de l’EHV-1/HVE-1 (Equine Herpes Virus 1 / HerpèsVirus Equin 1)

    Indications du test

    - Diagnostic de la forme respiratoire de l’herpèsvirose équine à EHV-1
    - Diagnostic de la forme abortive de l’herpèsvirose équine à EHV-1
    - Diagnostic de la forme nerveuse de l’herpèsvirose équine à EHV-1

    Caractéristiques du test

    - PCR en temps réel
    - Seuil de détection
    - Estimation quantitative de la charge virale

    Prélèvements à réaliser

    - Forme respiratoire : sang EDTA et écouvillon nasopharyngé ou LBA / lavage trachéal ; organes (poumon) en post-mortem
    - Avortement(s) : organes (foie, poumon, rein) de l’avorton
    - Forme nerveuse : LCS, sang EDTA + écouvillon nasopharyngé ou organes (encéphale)

    Interprétation du résultat

    - Résultat négatif : absence d’EHV-1 ou quantité inférieure au seuil de détection dans le(s) prélèvement(s) analysé(s)
    - Résultat positif : présence d’EHV-1 dans le(s) prélèvement(s) analysé(s), compatible avec une herpèsvirose clinique ou un portage selon la charge virale détectée

    Ne pas hésiter à nous consulter pour une interprétation du résultat quantitatif

  • Herpèsvirose équine à EHV-4

    Recherche de l’EHV-4/HVE-4 (Equine Herpes Virus 4 / HerpèsVirus Equin 4)

    Indications du test

    - Diagnostic de la forme respiratoire de l’herpèsvirose équine à EHV-4
    - Diagnostic de la forme abortive de l’herpèsvirose équine à EHV-4
    - Diagnostic de la forme nerveuse de l’herpèsvirose équine à EHV-4

    Caractéristiques du test

    - PCR en temps réel
    - Seuil de détection
    - Estimation quantitative de la charge virale

    Prélèvements à réaliser

    - Forme respiratoire : écouvillon nasopharyngé ou LBA / lavage trachéal ; organes (poumon) en post-mortem
    - Avortement(s) : organes (foie, poumon, rein) de l’avorton
    - Forme nerveuse : LCS ou organes (encéphale)

    Interprétation du résultat

    - Résultat négatif : absence d’EHV-4 ou quantité inférieure au seuil de détection dans le(s) prélèvement(s) analysé(s)
    - Résultat positif : présence d’EHV-4 dans le(s) prélèvement(s) analysé(s), compatible avec une herpèsvirose clinique ou un portage selon la charge virale détectée

    Ne pas hésiter à nous consulter pour une interprétation du résultat quantitatif

  • Herpèsvirus canin

    Analyse quantitative de la charge virale en herpèsvirus canin responsable de mortalité en période néonatale (5 jours à 3 semaines) et de troubles respiratoires surtout chez le jeune (syndrome toux de chenil) ainsi que de troubles de la fertilité chez les reproducteurs. Ce virus est également impliqué dans l’apparition et l’évolution de certaines lésions de conjonctivite et de kératite.

    Indications du test

    • Diagnostic de l’herpèsvirose dans ses différentes formes cliniques
    • Evaluation du risque épidémiologique (mise en évidence de la circulation virale en collectivité et détection des porteurs)

    Caractéristiques du test

    Prélèvements à réaliser

    • Cellules oro-pharyngées, conjonctivales et nasales (écouvillons ou cytobrosses) en présence de signes respiratoires (possibilité de rechercher les autres agents du syndrome toux de chenil, joindre également alors du sang sur EDTA et/ou du liquide de lavage broncho-alvéolaire sur tube sec).
    • Cellules oro-pharyngées et cellules vaginales/prépuciales (écouvillons ou cytobrosses) ou sperme (tube sec) en présence de troubles de la reproduction chez l’adulte, pour détecter un portage.
    • Cellules conjonctivales et cornéennes (écouvillons ou cytobrosses) en présence de lésions oculaires.
    • Rein, rate, foie, poumon (non fixés) en post-mortem en cas de mortalité néonatale.

    Interprétation du résultat

    • Résultat positif : compatible avec une herpèsvirose (si charge virale élevée) ou un portage /une réexcrétion après réactivation du virus latent (si charge virale faible).
    • Résultat négatif : absence d’herpèsvirus dans le prélèvement ou quantité inférieure au seuil de détection.
    • Un traitement antibiotique récent ou en cours au moment du prélèvement peut modifier la sensibilité du test et/ou la charge bactérienne.
    Ne pas hésiter à nous consulter pour une interprétation du résultat quantitatif

  • Herpèsvirus des anatidés (= Peste du canard, Duck Enteritis Virus)

    Détection quantitative (PCR en temps réel) de l’ Herpes de type 1 des anatidés, agent responsable de la Peste du canard (Duck Enteritis Virus (DEV))

    Indications du test

    - Diagnostic de certitude (individuel ou en pool) lors d’une suspicion clinique
    - Evaluation de l’excrétion cloacale du virus en l’absence de signes cliniques évocateurs afin d’estimer le niveau de contamination d’un site et d’adapter les mesures prophylactiques (vide sanitaire, désinfection, vaccination...) ou pour des études épidémiologiques

    Caractéristiques du test

    - PCR en temps réel
    - Seuil de détection
    - Analyse quantitative

    Prélèvements à réaliser

    • Suspicion clinique
      • tissu lésionnel (non fixé) : lésions ulcéro-hémorragiques ou nécrotiques du tube digestif, ulcères du palais...
      • écouvillons cloacaux
      • rate (non fixée)
    • Evaluation de la circulation virale : écouvillons cloacaux (maximum 5 prélèvements par analyse)

    Interprétation du résultat

    Les informations concernant les vaccins utilisés, les dates de vaccination et le contexte clinique sont nécessaires à l’interprétation du résultat et doivent être indiqués sur la fiche de demande d’analyse.

    - Résultat positif  : présence du virus dans l’échantillon analysé. L’interprétation dépend de la charge virale mesurée et du contexte clinique et est indiquée sur le rapport d’analyses.
    - Résultat négatif  : absence de virus ou quantité inférieure au seuil de détection. Permet d’exclure une forme aiguë de la maladie.

  • Herpèsvirus félin

    Recherche de l’herpèsvirus félin par PCR en temps réel

    Indications du test

    - Evaluation de l’excrétion virale et de la contagiosité des chats en collectivité.
    - Détermination du statut des reproducteurs en élevage.
    - Détection des porteurs chroniques asymptomatiques
    En raison de la localisation des sites de latence (essentiellement ganglions nerveux et accessoirement amygdales et cornée), la PCR ne permet pas de détecter l’ensemble des porteurs latents. C’est pourquoi la détermination du statut d’un animal asymptomatique nécessite de prélever plusieurs sites (oro-pharyngé conjonctival et cornéen) au moment le plus opportun (par exemple minimum 1 semaine après la mise en quarantaine ou après une mise-bas).
    - Diagnostic de l’herpèsvirose chez les chats présentant des signes cliniques (coryza, formes oculaires, troubles de la reproduction)

    Caractéristiques du test

    - PCR en temps réel
    - Seuil de détection
    - Le test peut détecter l’ADN du virus en l’absence de réplication virale (formes latentes d’herpèsvirose)

    Prélèvements à réaliser

    - Signes oculaires : cellules conjonctivales avec une cytobrosse (surtout si troubles chroniques) ou éventuellement avec un écouvillon sec
    cellules cornéennes en présence d’une kératite : calque cornéen à l’aide d’une membrane hydrophile (référence sur demande / matériel disponible chez Scanelis) ou éventuellement avec un écouvillon sec
    - Coryza : cellules oro-pharyngées (conjonctivales ou nasales en fonction des signes cliniques), épanchement thoracique, poumon (non fixé)
    - Avortements, troubles de la reproduction : cellules vaginales et/ou placentaires, cellules prépuciales et/ou sperme, organes des fœtus
    - Détermination de statut des animaux asymptomatiques : cellules oro-pharyngées (prélever sur les amygdales) avec une cytobrosse ou éventuellement avec un écouvillon sec

    Interprétation du résultat

    - Résultat négatif : absence du virus ou quantité inférieure au seuil de détection de la technique.

    - Résultat positif  : présence du virus dans le prélèvement.
    Si la quantité de virus est très faible, nous vous l’indiquons sur le rapport d’analyse. Les résultats positifs sont à interpréter dans le contexte clinique et en fonction de la durée d’évolution. Le test Scanelis est semi-quantitatif.
    Pour une interprétation du résultat dans un contexte clinique, il faut tenir compte d’un taux de portage de 8% minimum (supérieur chez les chats de refuges) chez les animaux asymptomatiques (prélèvements oculaires) avec le test développé par Scanelis.

    Ne pas hésiter à nous consulter pour le choix des prélèvements et une aide à l’interprétation des résultats.

  • Herpèsvirus félin (FHV)

    Virus : Herpèsvirus félin ou Feline Herpes Virus (FHV ou FHV-1)

    Classification : Famille des Herpesviridae

    Espèce(s) hôte(s) : Chat et félidés sauvages

    Infection / pathologie associée : Rhinotrachéite virale féline

    Caractéristique : Virus à ADN stable génétiquement

    Transmission :

    • Contact direct entre chats,
    • Transmission fort probable in utero

    Prévalence / portage : Portage asymptomatique possible avec alternance de phases de latence et de réactivation virales. La réactivation du virus peut avoir lieu sans engendrer de signes cliniques, ce qui signifie qu’un chat peut être excréteur et donc contagieux alors qu’il ne présente aucun signe. Le chat reste infecté à vie. La prévalence est de l’ordre de 40% lors de troubles oculo-respiratoires chroniques ou récidivants.

    Résistance dans l’environnement :
    Faible, sensible à la chaleur, aux acides et à la plupart des désinfectants classiques

    Signes cliniques :

    • Pathologies oculaires : conjonctivite, kératite, séquestre cornéen
    • Syndrome "coryza" (co-infection fréquente avec le Calicivirus félin, Mycoplasma felis et éventuellement Chlamydophila felis) : signes respiratoires (jetage nasal, écoulements oculaires, éternuements...)
    • Dermatose cutanée
    • Mortinatalité des chatons nés de mères infectées, rôle suspecté dans certains troubles de la reproduction

    Prévention / Vaccination :
    Vaccin : oui.

    En savoir plus sur le diagnostic de l’herpèsvirose féline par PCR en temps réel.

  • Influenzavirus de type A

  • Influenzavirus type A (Grippe équine)

  • La gamme équine Scanelis

    PCR à la carte

    • Anaplasma phagocytophilum (Ehrlichiose)
    • Babesia caballi & Theileria equi
    • Bornavirus
    • Borrelia burgdorferi (sensu lato)
    • Chlamydophila abortus
    • Coxiell burnetii (Fièvre Q)
    • Herpèsvirus équin 1 (EHV-1/HVE-1)
    • Herpèsvirus équin 4 (EHV-4/HVE-4)
    • Leptospira interrogans
    • Neospora caninum
    • Toxoplasma gondii
    • Salmonella sp

    >> télécharger la fiche de demande d’analyses Chevaux

    Approche par indication

    Scanelis met à votre disposition des bilans PCR :

    • Piroplasmose équine : Babesia caballi & Theileria equi
    • Syndrome Piro-like équin : Babesia caballi & Theileria equi & Borrelia burgdorferi (sensu lato) & Anaplasma phagocytophilum (Ehrlichiose) & Leptospira interrogans
    • Herpèsvirus équins : EHV-1/HVE-1 + EHV-4/HVE-4

    >> télécharger la fiche de demande d’analyses Chevaux

    Prochainement

    Notre équipe de Recherche et Développement travaille actuellement sur la conception et le développement de nouveaux tests pour élargir cette gamme de tests de PCR quantitative en médecine équine.

  • La gamme PCR Scanelis - Ruminants

    Approche par indication

    Afin de vous aider dans le choix des agents pathogènes à rechercher, Scanelis met à votre disposition des bilans PCR :

    Avortements ovins

    • OV-AVO3 : Fièvre Q, Chlam, Toxo
    • OV-AVO5 : Fièvre Q, Chlam, Toxo, Border, Salmo
    • OV-AVO9 : Fièvre Q, Chlam, Toxo, Border, Neo, Lepto, Anaplasma phagocytophilum, A. marginale/ovis, Salmo

    Avortements bovins

    • BV-AVO3 : Fièvre Q, Neo, Pesti
    • BV-AVO4 : Fièvre Q, Neo, Pesti, Salmo
    • BV-AVO9 : Fièvre Q, Neo, Pesti, Chlam, Toxo, Lepto, A. phagocytophilum, A. marginale/ovis, Salmo

    Syndrome Anémie  : Babesia sp, Theileria sp, A. phagocytophilum, A. marginale/ovis

    Paratuberculose

    >> télécharger la fiche de demande d’analyses PCR Scanelis Bovins - Ovins - Caprins

    PCR à la carte

    Si les bilans proposés ci-dessus ne correspondent pas à votre besoin, vous pouvez choisir vos PCR à la carte, dans la liste des tests ci-dessous :

    • Coxiella burnetii (Fièvre Q)
    • Chlamydophila abortus
    • Toxoplasma gondii
    • Pestivirus (BVD - Border)
    • Neospora caninum
    • Leptospira interrogans (sensu lato)
    • Babesia sp & Theileria sp
    • Borrelia burgdorferi (sensu lato)
    • Anaplasma phagocytophilum (Ehrlichiose granulocytaire) + Anaplasma marginale (Anaplasmose) / Anaplasma ovis
    • Salmonella sp
    • Cryptosporidium sp
    • Mycobacterium avium ssp paratuberculosis

    >> télécharger la fiche de demande d’analyses PCR Scanelis Bovins - Ovins - Caprins

    Prochainement
    Notre équipe de Recherche et Développement travaille actuellement sur la conception et le développement de nouveaux tests pour élargir cette gamme de tests PCR quantitative Ruminants.

  • Leishmania

  • Leishmanies

    Recherche des leishmanies du complexe Leishmania donovani (L. infantum, L. donovani, L. chagasi).

    Indications du test

    - Diagnostic de leishmaniose dans toutes ses formes, y compris chroniques.
    - Détermination de statut d’un animal asymptomatique
    - Suivi de traitement

    Caractéristiques du test

    - PCR en temps réel
    - Seuil de détection
    - Analyse quantitative sur demande (selon les prélèvements analysés).

    Prélèvements à réaliser

    - Suspicion clinique – selon les signes cliniques observés :
    sang EDTA et/ou raclage cutané et/ou ponction ganglionnaire (hypertrophie ganglionnaire) et/ou cellules conjonctivales. Il est conseillé de réaliser plusieurs prélèvements pour réaliser une seule analyse sur le mélange.
    - Détermination de statut d’un animal asymptomatique : de préférence moelle osseuse sur EDTA
    - Suivi de traitement : sang EDTA (le sang se négative en premier) puis moelle osseuse si sang négatif

    Interprétation du résultat

    - Résultat négatif  : absence de leishmanies ou quantité inférieure au seuil de détection, permet d’exclure une leishmaniose si les prélèvements adéquats ont été réalisés.
    - Résultat positif : présence de leishmanies, compatible avec une leishmaniose ou un portage en zone d’endémie. Chez le chien, le taux de porteurs asymptomatiques dans le sang évalué avec le test Scanelis est de 6%. Si un prélèvement cutané a été réalisé, l’interprétation du résultat devra prendre en compte la quantité de leishmanies détectées (nous consulter pour une interprétation de votre résultat).

    Cas particulier du suivi de traitement  : le suivi peut être réalisé sur le sang qui est le prélèvement qui se négative en premier. Après un premier résultat négatif sur le sang, la moelle osseuse est le prélèvement le plus adapté pour le suivi. L’animal peut être considéré comme négatif après deux contrôles négatifs sur la moelle osseuse à 3 mois d’intervalle.

    Ne pas hésiter à nous consulter pour une interprétation du résultat quantitatif

  • Leishmanies

    Recherche des leishmanies du complexe Leishmania donovani (L. infantum, L. donovani, L. chagasi).

    Indications du test

    - Diagnostic de leishmaniose féline dans toutes ses formes, y compris chroniques.
    - Détermination de statut d’un animal asymptomatique
    - Suivi de traitement

    Caractéristiques du test

    - PCR en temps réel
    - Seuil de détection
    - Analyse quantitative sur demande (selon les prélèvements analysés).

    Prélèvements à réaliser

    - Suspicion clinique – selon les signes cliniques observés :
    sang EDTA et/ou raclage cutané et/ou ponction ganglionnaire (hypertrophie ganglionnaire) et/ou cellules conjonctivales. Il est conseillé de réaliser plusieurs prélèvements pour réaliser une seule analyse sur le mélange.
    - Détermination de statut d’un animal asymptomatique : de préférence moelle osseuse sur EDTA
    - Suivi de traitement : sang EDTA (le sang se négative en premier) puis moelle osseuse si sang négatif

    Interprétation du résultat

    - Résultat négatif  : absence de leishmanies ou quantité inférieure au seuil de détection, permet d’exclure une leishmaniose si les prélèvements adéquats ont été réalisés.
    - Résultat positif : présence de leishmanies, compatible avec une leishmaniose féline ou un portage en zone d’endémie. Chez le chien, le taux de porteurs asymptomatiques dans le sang évalué avec le test Scanelis est de 6%. Si un prélèvement cutané a été réalisé, l’interprétation du résultat devra prendre en compte la quantité de leishmanies détectées (nous consulter pour une interprétation de votre résultat).

    Cas particulier du suivi de traitement  : le suivi peut être réalisé sur le sang qui est le prélèvement qui se négative en premier. Après un premier résultat négatif sur le sang, la moelle osseuse est le prélèvement le plus adapté pour le suivi. L’animal peut être considéré comme négatif après deux contrôles négatifs sur la moelle osseuse à 3 mois d’intervalle.

    Ne pas hésiter à nous consulter pour une interprétation du résultat quantitatif

  • Leptospira interrogans

  • Leptospira interrogans

  • Leptospira interrogans

  • Leptospires

    Recherche des leptospires pathogènes (Leptospira interrogans sensu lato) par PCR en temps réel.
    Les sérovars suivants sont détectés (liste non exhaustive) : canicola, icterohaemorrhagiae, autumnalis, australis, grippotyphosa…

    Indications du test

    - Diagnostic de leptospirose dans toutes ses formes, y compris chroniques
    - Evaluation du risque de transmission en particulier après un contact avec un animal malade

    Caractéristiques du test

    - PCR en temps réel
    - Seuil de détection
    - Détection de l’ensemble des sérovars pathogènes chez le chien. Pas de détection des leptospires saprophytes
    - Pas de possibilité de typage du sérovar impliqué

    Prélèvements à réaliser

    - Sang EDTA et urine (la bactériémie est plus précoce que l’excrétion dans les urines mais transitoire). Il est possible de réaliser plusieurs prélèvements d’urine sur 24 h pour réaliser une seule analyse sur le mélange. Les prélèvements doivent être réalisés avant la mise en place du traitement antibiotique.
    - Foie, rein en post-mortem
    - Troubles de la reproduction : organes de l’avorton, cellules vaginales et sang EDTA

    Interprétation du résultat

    • Résultat positif : présence de leptospires, compatible avec une leptospirose
    • Résultat négatif : absence de leptospires ou quantité inférieure au seuil de détection. Si l’animal est sous traitement antibiotique au moment du prélèvement, risque de faux négatif.
    Ne pas hésiter à nous consulter pour une interprétation du résultat quantitatif

  • LIMS

    C’est l’abréviation de Laboratory Information Management System.
    Le laboratoire vétérinaire Scanelis a déployé un système de management informatisé du laboratoire (LIMS) afin d’automatiser la traçabilité totale des échantillons de leur enregistrement jusqu’au rendu des résultats et à la facturation.

  • M. avium ssp. paratuberculosis

  • M. avium ssp. paratuberculosis

  • Maladie de Carré du furet

    Analyse quantitative et typage de souches (vaccinales/infectieuses) permettant un diagnostic de certitude sur des animaux récemment vaccinés, quel que soit le vaccin utilisé (souches vaccinales disponibles sur le marché vétérinaire français)

    Indications du test

    - Diagnostic de la maladie de Carré chez le chien, le furet.
    - Suivi post diagnostic
    - Evaluation du risque épidémiologique (mise en évidence de la circulation virale en collectivité)

    Caractéristiques du test

    - RT-PCR en temps réel
    - Seuil de détection
    - Analyse quantitative (sur demande, nous contacter)
    - Typage de TOUTES les souches vaccinales (distinction des souches infectieuses de toutes les souches vaccinales disponibles sur le marché vétérinaire français)

    Prélèvements à réaliser

    - Sang sur EDTA (quelle que soit la forme clinique)
    - Sang et LCR sur EDTA pour les formes nerveuses pures
    - Sang sur EDTA et cellules conjonctivales ou oro-pharyngées (écouvillons) en présence de signes respiratoires (possibilité de réaliser également un diagnostic de toux de chenil)
    - Rein, rate, foie, poumon en post-mortem (non fixés)
    Dans les formes chroniques, il est recommandé de faire plusieurs prélèvements (sang et autre prélèvement en fonction des signes cliniques).
    Pour le suivi post-diagnostic, il est préférable de rechercher le virus sur un mélange de prélèvements (sang, urine, cellules conjonctivales et oro-pharyngées).

    Interprétation du résultat

    Les informations concernant les vaccins utilisés ainsi que les dates de vaccination sont nécessaires à l’interprétation du résultat (à indiquer sur la fiche de demande d’analyses).
    - Résultat positif  : compatible avec une maladie de Carré ou une circulation virale
    - Faible charge de virus vaccinal  : mise en évidence de la souche vaccinale, probablement liée à une vaccination récente
    - Résultat négatif : absence de virus de Carré dans le prélèvement ou quantité inférieure au seuil de détection. Permet d’exclure une forme aïgue de maladie de Carré.

    Voir nos publications sur la maladie de Carré et son diagnostic.

  • Mentions légales

  • Mes résultats

    Si vous êtes vétérinaire et avez un compte Scanelis.Online, connectez-vous pour accéder à vos résultats de PCR Scanelis en ligne.
    Sinon contactez-nous et nous vous créerons un compte en quelques minutes !

  • Murine Norovirus (MNV)

  • Mycobactéries

  • Mycobactéries

  • Mycobactériose des NAC

  • Mycoplasma felis

    Recherche de Mycoplasma felis par PCR en temps réel

    Indications du test

    - Diagnostic de mycoplasmose chez les chats présentant des signes cliniques (conjonctivite, kératite ulcéreuse, rhinosinusite, syndrome coryza, pneumonie chez le chaton)
    - Détection des porteurs chroniques asymptomatiques

    Caractéristiques du test

    - PCR en temps réel
    - Seuil de détection

    Prélèvements à réaliser

    • Signes oculaires :
      • cellules conjonctivales avec une cytobrosse (si troubles chroniques) ou avec un écouvillon sec
      • cellules cornéennes en présence d’une kératite : calque cornéen à l’aide d’une membrane hydrophile (référence sur demande / matériel disponible chez Scanelis) ou éventuellement avec un écouvillon sec
    • Coryza, rhinosinusite, pneumonie : cellules oro-pharyngées, conjonctivales et/ou nasales , épanchement thoracique, lavage broncho-alvéolaire, poumon (non fixé) en fonction des signes cliniques.
    • Détermination de statut des animaux asymptomatiques : cellules oro-pharyngées (prélever sur les amygdales) avec une cytobrosse ou éventuellement avec un écouvillon sec. Le portage sur cellules conjonctivales est rare.

    Interprétation du résultat

    • Résultat négatif : absence de la bactérie ou quantité inférieure au seuil de détection de la technique.
    • Résultat positif : présence de la bactérie dans le prélèvement.
      Si la quantité de bactérie est très faible, nous vous l’indiquons sur le rapport d’analyses. Les résultats positifs sont à interpréter dans le contexte clinique et en fonction de la durée d’évolution. Le test Scanelis permet une évaluation quantitative de la charge.
      Pour une interprétation du résultat dans un contexte clinique, il faut tenir compte d’un taux de portage qui peut atteindre 20% dans des prélèvements oro-pharyngés en collectivité (surtout en refuge) chez les animaux asymptomatiques (données bibliographiques). Le portage asymptomatique est très rarement détecté sur les prélèvements conjonctivaux.
    Ne pas hésiter à nous consulter pour une interprétation du résultat quantitatif

  • Myxomatose

  • Neospora caninum

  • Neospora caninum

  • Neospora caninum

    Recherche de Neospora caninum par PCR en temps réel.

    Indications du test

    • Diagnostic de la neosporose chez le jeune chien (très souvent avant 10 mois) présentant des signes cliniques nerveux avec parésie des membres postérieurs évoluant vers une paralysie évolutive, ataxie, myalgies, signes de méninogencéphalomyélite. La néosporose provoque également des troubles de la reproduction chez la femelle avec résorption embryonnaire ou fœtale, avortement (à partir de 45 jours), mortinatalité.

    Caractéristiques du test

    - PCR en temps réel
    - Seuil de détection
    - Détection de Neospora caninum

    Prélèvements à réaliser

    • Signes nerveux : LCS ou encéphale (post-mortem), biopsie musculaire.
    • Troubles de la reproduction : poumon, foie, rein, rate des avortons, placenta.

    Interprétation du résultat

    • Résultat négatif : absence du protozoaire ou quantité inférieure au seuil de détection de la technique.
    • Résultat positif : la détection de Neospora caninum dans le LCS, les muscles ou l’encéphale confirme la maladie lors d’évolution de troubles nerveux. Dans un contexte de troubles de la reproduction, la détection de Neospora caninum dans le placenta et/ou les organes des avortons est en faveur de son rôle pathogène. Les quantités de parasites dans les LCS sont souvent faibles, en revanche dans les tissus, en particulier les muscles il est fréquent de trouver des charges parasitaires importantes.
    Ne pas hésiter à nous consulter pour une interprétation du résultat quantitatif

  • Neospora caninum

  • Ornithobacterium rhinotracheale

    Détection quantitative d’Ornithobacterium rhinotracheale chez la dinde.

    Indications du test

    - Diagnostic de certitude (individuel ou en pool) lors d’une suspicion clinique

    Caractéristiques du test

    - PCR en temps réel
    - Seuil de détection
    - Analyse quantitative

    Prélèvements à réaliser

    - Ecouvillon(s) des voies respiratoires
    - Ecouvillon(s) articulaire(s)

    Interprétation du résultat

    - Résultat positif : présence de la bactérie dans l’échantillon analysé. Interprétation en fonction de la charge bactérienne mesurée et du contexte clinique
    - Résultat négatif : absence de cette bactérie ou quantité inférieure au seuil de détection

  • Papillomavirus oral canin

  • Papillomavirus sp

  • Papillomavirus sp

  • Parainfluenza canin

    Voir la fiche technique relative au complexe Toux de Chenil.

  • Parvovirus canin

    Détection quantitative (PCR en temps réel) du parvovirus permettant un diagnostic de certitude de la parvovirose canine y compris chez un animal récemment vacciné en particulier avec des vaccins à haut titre viral.

    Indications du test

    - Diagnostic de la parvovirose canine
    - Evaluation du risque épidémiologique (mise en évidence de la circulation virale en élevage)
    - Evaluation de la contamination environnementale et suivi de décontamination en milieu infecté

    Caractéristiques du test

    - PCR en temps réel
    - Seuil de détection
    - Analyse quantitative
    - Typage de la souche possible sur demande (ce typage n’est pas nécessaire en routine pour le diagnostic)

    Prélèvements à réaliser

    - Ecouvillon rectal (même en post mortem, écouvillon sec sans milieu de transport)
    - Ecouvillon environnemental

    Interprétation du résultat

    La plupart des chiens sont porteurs de parvovirus en quantité plus ou moins importante en collectivité. La présence de virus, qu’il soit sauvage ou d’origine vaccinale ne permet pas de poser un diagnostic de certitude en l’absence de quantification de la charge virale excrétée. Les résultats quantitatifs doivent être interprétés dans un contexte clinique et épidémiologique.

    • Résultat positif :
      • Charge virale faible ou très faible : portage de virus ou trace vaccinale. Ce résultat permet d’exclure une parvovirose.
      • Charge virale élevée ou très élevée : compatible avec une parvovirose. De telles charges peuvent être également trouvées dans de rares cas sur des animaux asymptomatiques en collectivité très contaminée (présence de cas cliniques)
      • Charge virale moyenne : éventuellement compatible avec une vaccination récente avec un vaccin à haut titre viral. Le plus souvent les charges moyennes sont rencontrées dans les cas de co-infection parvovirus/coronavirus ou lors de formes subaiguës de parvovirose (évolution > 10 jours).
    • Résultat négatif : absence de virus ou quantité inférieure au seuil de détection de la méthode
    Ne pas hésiter à nous consulter pour une interprétation du résultat quantitatif

  • Parvovirus canin

  • Parvovirus des palmipèdes

    Détection quantitative et typage du virus de Derzsy et du parvovirus du canard de barbarie par PCR en temps réel
    Typage des souches sauvage / infectieuse en option (voir Caractéristiques des tests)

    Indications du test

    - Diagnostic de certitude (individuel ou en pool) lors d’une suspicion clinique
    - Evaluation de l’excrétion cloacale du virus en l’absence de signes cliniques évocateurs afin d’estimer le niveau de contamination d’un site et d’adapter les mesures prophylactiques (vide sanitaire, désinfection, vaccination...)

    Caractéristiques du test

    • PCR en temps réel
    • Seuil de détection
    • Analyse quantitative
    • Typage de la souche détectée
      • Typage inclus dans le test PCR Scanelis Parvovirus des palmipèdes : typage Virus de la maladie de Derzsy
      • Typage optionnel : Derzsy souche sauvage / Derzsy souche vaccinale (Hoekstra) contenue dans Palmivax® et Parvokan® (Merial)

    Prélèvements à réaliser

    - Rates (non fixées) pour le diagnostic clinique (analyse en pool : 3 prélèvements maximum)
    - Ecouvillons cloacaux (maximum 5 prélèvements par analyse)

    Interprétation du résultat

    Les informations concernant les vaccins utilisés, les dates de vaccination et le contexte clinique sont nécessaires à l’interprétation du résultat et doivent être indiqués sur la fiche de demande d’analyse.

    - Résultat positif : présence du virus dans l’échantillon analysé. L’interprétation dépend de la nature de la souche détectée, de la charge virale mesurée et du contexte clinique et est indiquée sur le rapport d’analyses.
    - Résultat négatif : absence de virus ou quantité inférieure au seuil de détection. Permet d’exclure une forme aiguë de la maladie.

  • Parvovirus des rongeurs

    Détection de tous les Parvovirus des rongeurs de laboratoire par PCR en temps réel.
    Identification possible du type viral et de la souche.

    Indications du test

    - Diagnostic des infections à KRV (Kilham Rat Virus), RPV (Rat Parvovirus Virus), H1 (Toolan’s H1 virus) et RMV (Rat Minute Virus) chez le rat et à MPV (Mouse Parvovirus) et MVM (Minute Virus of Mice) chez la souris de laboratoire dans le cadre des recommandations FELASA (Federation of European Laboratory Science Associations). La présence de ces virus peut interférer avec les résultats expérimentaux.
    - Diagnostic d’une infection à Parvovirus chez un animal symptomatique.
    - Evaluation du risque épidémiologique (mise en évidence de la circulation virale en élevage).
    - Epidémiologie moléculaire : origine et traçabilité d’une infection.

    Caractéristiques du test

    - PCR en temps réel
    - Seuil de détection
    - Analyse quantitative (sur demande)
    - Typage  : identification du type viral impliqué dans l’infection par séquençage et recherche d’homologies de séquences
    Possibilité de tracer une infection (ex : différents sites d’un même élevage, d’une même animalerie, ...)

    Prélèvements à réaliser

    - Nœuds lymphatiques mésentériques (non fixés) : les prélèvements de 2 à 3 animaux peuvent être groupés afin de réduire le coût des analyses
    - Fèces de cage ou individuels (sans milieu de transport)

    Interprétation du résultat

    - Résultat positif  : l’animal ou les animaux est(sont) infecté(s) par un (ou plusieurs) Parvovirus des rongeurs. Un typage par séquençage permet l’identification du type viral et de la souche impliquée dans l’infection.

    - Résultat négatif : compatible avec des animaux « Parvovirus free » (ou quantité inférieure au seuil de détection du test).

  • Parvovirus félin

    Virus : Parvovirus félin ou Feline panleukopenia virus ou FPV (exceptionnellemnt CPV2, parvovirus canin).

    Classification : famille des Parvoviridae.

    Espèce(s) hôte(s) : chat, félins sauvages, raton laveur et furet.

    Infection / pathologie associée : panleucopénie féline ou parvovirose féline ou typhus.

    Caractéristique : tropisme pour les cellules en division : cellules du tube digestif, de la moelle osseuse et des organes lymphoïdes.

    Transmission :
    par contact direct : fèces principalement, plus faiblement dans la salive, les urines et les vomissures.
    par contact indirect : environnement

    Prévalence : portage asymptomatique possible (fréquent chez les jeunes animaux en collectivité)

    Résistance dans l’environnement : très résistant (plusieurs mois dans le milieu extérieur).
    Sensible au formol liquide et à l’eau de javel associée aux ammoniums quaternaires.

    Signes cliniques :
    Maladie grave en particulier chez le chaton âgé de 6 à 14 semaines. Période d’incubation de 2 à 10 jours.

    • Forme suraigüe : mort brutale en 24h sans signe clinique.
    • Forme aigüe : gastro-entérite parfois hémorragique, abattement sévère, hyperthermie, déshydratation intense, leucopénie, parfois troubles neurologiques.
    • Hypoplasie cérebelleuse ou atrophie rétinienne du chaton lors de l’exposition de la mère au virus pendant la gestation.

    Prévention / Vaccination :
    Vaccin : oui.
    Prévention : mesures sanitaires dans les élevages, refuges.

    En savoir plus sur le diagnostic de panleucopénie par PCR en temps réel.

  • Parvovirus félin (panleucopénie/typhus)

    Détection quantitative du parvovirus félin (FPV) permettant un diagnostic de certitude de la panleucopénie féline y compris chez un animal récemment vacciné.

    Indications du test

    • Diagnostic de la panleucopénie chez un animal présentant des signes cliniques (formes digestives aigues ou chroniques, mortalité brutale, ataxie cérebelleuse...)
    • Evaluation du risque épidémiologique (mise en évidence de la circulation virale en collectivité)
    • Evaluation de la contamination environnementale et suivi de décontamination en milieu infecté

    Caractéristiques du test

    Prélèvements à réaliser

    • Ecouvillon rectal (même en post mortem, écouvillon sec sans milieu de transport)
    • LCR, tissu nerveux (formes nerveuses chez le chaton)
    • Ecouvillon environnemental

    Interprétation du résultat

    Certains chats (en particulier les chatons et les chats de collectivité) sont porteurs de parvovirus en quantité plus ou moins importante. La présence de virus, qu’il soit sauvage ou d’origine vaccinale ne permet pas de poser un diagnostic de certitude en l’absence de quantification de la charge virale excrétée. Les résultats quantitatifs doivent être interprétés dans un contexte clinique et épidémiologique.

    • Résultat positif :
      • Charge virale faible ou très faible : portage de virus ou trace vaccinale. Ce résultat permet d’exclure une panleucopénie.
      • Charge virale élevée ou très élevée : compatible avec une panleucopénie.
      • Charge virale moyenne : ce résultat concerne les formes subaigües ou chroniques de panleucopénie (évolution sur plus de 10-15 jours) ou du portage en milieu fortement infecté (refuges). Il est très rare d’observer ces charges sur des animaux asymptomatiques ont été récemment vaccinés.
    • Résultat négatif  : absence de virus ou quantité inférieure au seuil de détection de la méthode. Ce résultat permet d’exclure une panleucopénie, quelle que soit la forme clinique et la durée d’évolution.
    Ne pas hésiter à nous consulter pour une interprétation du résultat quantitatif

  • PCR

    Découverte en 1986 par Kary Mullis (prix Nobel de chimie en 1993), la PCR ou Polymerase Chain Reaction est une méthode de détection directe du génome des agents infectieux ou parasitaires par amplification enzymatique d’une partie de celui-ci. Cet outil de biologie moléculaire est très spécifique et permet de détecter de façon reproductible de très faibles quantités d’agents pathogènes dans des prélèvements de nature variée.

    En génétique, la PCR est une première étape pour l’étude d’une région génomique donnée. Elle permet de cibler cette région pour rechercher des polymorphismes associés à une maladie ou à une sensibilité particulière à certains agents infectieux ou certains médicaments.

    Le principe de la PCR

    Deux amorces (oligonucléotides d’environ 20 bases) spécifiques du fragment à rechercher et situées à chaque extrémité de la cible sont utilisées comme "têtes chercheuses".
    Bien choisies, ces amorces sont incapables de s’hybrider de façon efficace ailleurs que sur le fragment ciblé, ce qui explique la spécificité de la PCR.
    Une fois la cible trouvée, une enzyme thermostable (la Taq Polymérase) synthétise de façon très fidèle de nouveaux fragments d’ADN similaires à ceux de la séquence originale présente dans le prélèvement.
    Ces cycles d’hybridation des amorces et de polymérisation d’ADN sont répétés au moins 30 à 50 fois aboutissant à une multiplication exponentielle de la séquence cible originale.
    Cette amplification explique la sensibilité des techniques PCR (ou plutôt leurs seuils de détection très bas : la présence de quelques copies de génome viral donne naissance en deux heures à plusieurs milliards de fragments identiques).

    Vous pouvez également consulter notre animation présentant les techniques de PCR et de PCR en temps réel.

    Les avantages de la méthode...

    La PCR est un moyen très performant de diagnostic direct des maladies infectieuses ou parasitaires, notamment dans les phases précoces de l’infection ou lorsque la vaccination ou la présence d’anticorps maternels sont susceptibles d’interférer avec le diagnostic sérologique (diagnostic indirect).
    La rapidité des résultats (chez Scanelis, J+1 à J+2) peut s’avérer un avantage décisif notamment si la maladie suspectée est une zoonose (leptospirose), si la mise en oeuvre rapide de mesures sanitaires s’impose dans un élevage (maladie de Carré, Parvovirose) ou encore si le traitement doit être adapté au pathogène présent (Piroplasmose des Equidés).
    L’expédition des prélèvements ne nécessite pas de précautions particulières et il est possible de rechercher simultanément plusieurs agents pathogènes dans un même échantillon.

    Et ses limites...

    Les limites de la PCR tiennent aux difficultés de conception, de mise en oeuvre et d’interprétation des tests.
    En conception, il ne suffit pas de choisir deux amorces spécifiques pour développer un test PCR pertinent. De très nombreux facteurs influencent les performances réelles de la technique comme :

    • le choix du prélèvement (qui doit contenir l’agent infectieux),
    • les techniques de traitement des échantillons avant la PCR (adaptées à chaque type de prélèvement),
    • l’optimisation et la validation de la méthode (choix des réactifs, du matériel et des conditions de réactions, inclusion de témoins adaptés : le seuil de détection est-il vérifié sur chaque série ?, détection d’inhibiteurs de PCR).

    Le choix de la technologie est décisif. Par exemple il est illusoire d’espérer diagnostiquer une parvovirose chez un chiot vacciné ou de la PIF chez un chat si l’on n’utilise pas de PCR quantitative (PCR en temps réel).

    Lors de la mise en oeuvre, un certain nombre d’écueils sont à éviter (contamination des prélèvements au laboratoire, présence d’inhibiteurs ...). Il convient donc de s’adresser à un laboratoire spécialisé et expérimenté dans ces technologies.
    De plus l’intérêt du résultat obtenu est étroitement lié à la qualité et au choix des prélèvements : modalités de prélèvements adaptées à la pathologie, choix du prélèvement en fonction de l’évolution clinique, richesse des prélèvements en cellules pour les écouvillons, cytobrosses, ...
    Pour l’interprétation des résultats, il est également nécessaire de connaître le pourcentage d’animaux asymptomatiques avec le test utilisé.

  • PCR en temps réel

    Evolution de la PCR, la technique de PCR en temps réel, maîtrisée par Scanelis depuis 2000, permet de détecter des séquences génétiques caractéristiques de l’agent à rechercher. Tous les tests développés et commercialisés par Scanelis utilisent la technique de PCR en temps réel (PCR quantitative).

    Principe de la PCR en temps réel

    Comme en PCR, deux amorces (oligonucléotides d’environ 20 bases) spécifiques du fragment à rechercher et situées à chaque extrémité de la cible sont utilisées comme "têtes chercheuses".
    Une sonde marquée, également spécifique de la séquence cible et interne par rapport aux deux amorces, est ajoutée au milieu réactionnel. Les fragments amplifiés sont mis en évidence au fur et à mesure des cycles de la réaction.
    Il est également possible d’utiliser un intercalant de l’ADN à la place de la sonde pour révéler l’amplification mais ces méthodes, moins coûteuses en réactifs sont également moins spécifiques (typage délicat voire impossible).

    Vous pouvez consulter notre animation "La PCR en temps réel".

    Avantages majeurs par rapport aux méthodes de PCR conventionnelle

    • Analyse quantitative des résultats si nécessaire
    • Typage des souches en utilisant des sondes fluorescentes spécifiques (ex : souches vaccinales/ souches de terrain)
    • Reproductibilité
    • Sensibilité très importante
    • Sécurité du résultat (pas de risque de contamination et de faux positifs en raison de l’absence d’analyse par électrophorèse)
    • Automatisation de l’analyse

    Le développement de tests PCR quantitative/PCRtemps réel demande une réelle expertise biomoléculaire.

  • PCR quantitative

    Ce terme est souvent employé pour parler de la PCR en temps réel.

    La PCR quantitative permet d’évaluer des charges virales ou parasitaires. C’est une technique qui a beaucoup d’avantages par rapport aux techniques conventionnelles plus anciennes.

    La PCR quantitative permet :

    • de suivre l’efficacité d’un traitement  ;
    • de distinguer un simple portage d’une infection réelle (un des problèmes majeurs dans l’interprétation des résultats de PCR qui est une méthode très sensible) ;
    • de distinguer des animaux vaccinés avec une souche atténuée de ceux réellement infectés (parvovirose canine, maladie de Carré...). Cette technologie offre également la possibilité, dans certains cas, de distinguer souches pathogènes et souches vaccinales.

  • Pestivirus (BVD)

    Détection des pestivirus bovins (BVD) et ovins (Border Disease Virus) par RT-PCR en temps réel

    Indications du test

    - Confirmation de diagnostic lors d’un avortement ou d’autres signes cliniques (troubles respiratoires, animal chétif, suspicion de maladie des muqueuses...)
    - Recherche des IPI au sein d’un troupeau
    Un bon échantillonnage permet la réduction du coût analytique pour l’éleveur.
    - Dépistage avant introduction dans un cheptel indemne

    Caractéristiques du test

    - RT-PCR en temps réel
    - Seuil de détection
    - La grande sensibilité du test permet des analyses de mélange.
    - La limite de détection dans le sang est de 1 IPI parmi 200 animaux négatifs (en pratique, mélange par groupe de 20 animaux).
    - La limite de détection dans le lait de tank est de 1 IPI parmi 500 animaux négatifs.

    Prélèvements à réaliser

    - Sang total sur EDTA (sur animal vivant) ou organes non fixés (poumon, rate) pour une suspicion clinique
    - Cellules vaginales, rate d’avorton (non fixée) ou écouvillon placentaire lors d’un avortement
    - Sang sur EDTA pour une recherche d’IPI
    - Lait sur Bronopol (commander ce produit chez Scanelis)

    Interprétation du résultat

    - Résultat positif : présence de Pestivirus dans l’échantillon analysé.
    Mélange de sang positif : au moins un des animaux participant à ce mélange est positif en BVD. Possibilité de réaliser une identification individuelle (option) des animaux infectés.
    Le statut IPI d’un animal devra être certifié par une analyse de confirmation un mois plus tard.

    - Résultat négatif : absence de Pestivirus ou quantité inférieure au seuil de détection. Exclusion du statut IPI.

    Ne pas hésiter à nous consulter pour une interprétation du résultat quantitatif

  • Pestivirus (Border)

  • Pionnier dans l’analyse moléculaire

  • Politique de Confidentialité

    Politique de confidentialité et de gestion des données personnelles à destination des clients SCANELIS

    Dans le cadre de l’utilisation de ses services, la société SCANELIS en qualité de responsable de traitement, est susceptible de collecter et traiter des données à caractère personnel vous concernant.

    Scanelis est attachée au respect des règles de protection de la vie privée. L’ensemble des traitements de données personnelles mis en œuvre dans le cadre de nos services respecte la réglementation locale applicable en matière de protection des données personnelles et notamment les dispositions de la loi « informatique et libertés » du 6 janvier 1978 modifiée et le Règlement Général sur la Protection des Données (Règlement UE 2016/679 du 27 avril 2016) ou « RGPD ».

    Notre objectif en matière de protection des données personnelles consiste à :

    • fournir une information claire et transparente sur la manière dont vos données personnelles sont collectées et traitées ;
    • mettre en place toutes les mesures techniques et organisationnelles nécessaires pour protéger vos données personnelles contre la divulgation, la perte, l’altération ou l’accès par un tiers non autorisé ;
    • conserver vos données personnelles uniquement le temps nécessaire aux fins du traitement ou du service déterminé ;
    • vous offrir à tout moment la possibilité d’accéder et de modifier vos données personnelles.
      Pour nous assurer que les traitements sont conformes au droit applicable en matière de protection des données personnelles, nous mettons en œuvre les mesures techniques et organisationnelles adéquates.

    Quelles informations personnelles collectons-nous ?

    Les données faisant l’objet d’un traitement chez SCANELIS sont limitées au nom, prénom, fonction, adresse postale, numéros de téléphone, adresse(s) mail(s) et le RIB ou l’IBAN si vous avez choisi de régler vos factures par prélèvement automatique.
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    • envoyez une feuille de demande d’analyse ;
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    • créez un compte via un formulaire de demande, un mail ou un appel téléphonique.

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    Vos informations personnelles sont collectées aux fins détaillées ci-après. Elles ne sont en aucun cas échangées ni vendues à des tiers. Elles nous permettent de remplir nos obligations contractuelles envers vous lorsque vous commandez des services SCANELIS.

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    Les données sont stockées dans le respect de la législation française et de la réglementation européenne.

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    Au terme de ces durées, nous pouvons procéder à l’archivage des données, notamment pour répondre aux délais de prescriptions légales et fiscales et ceux des actions en justice.

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    • droit d’accéder à vos données personnelles ;
    • droit de les rectifier ;
    • droit à l’effacement ;
    • droit à la portabilité de vos données ;
    • droit à la limitation du traitement ;
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    Sécurisation des données collectées

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    Modification

    SCANELIS se réserve le droit d’adapter la politique de protection des données personnelles et s’engage à vous informer sur son site internet des changements ou compléments.

    Dernière version du 27/02/2019

  • Polyomavirus

    Détection du Polyomavirus des oiseaux (Avian Polyomavirus, APV ou encore Budgerigar Fledgling Disease Virus) par PCR en temps réel

    Indications du test

    • Diagnostic de la « mue française » chez les perruches
    • Diagnostic d’une infection à Polyomavirus en cas de mortalité brutale de jeunes Psittaciformes
    • Diagnostic d’une infection inapparente par le polyomavirus chez un oiseau (animal porteur sain)
    • Evaluation du risque épidémiologique (mise en évidence de la circulation virale en élevage)
    • Evaluation de la contamination environnementale (cage, volière, …)

    Caractéristiques du test

    Prélèvements à réaliser

    Oiseau malade Oiseau asymptomatique
    ... vit en collectivité
    • Sang total (EDTA)
      ET si troubles du plumage follicule d’une jeune plume anormale avec pulpe
    • Foie et rate sur animal mort



    • Sang total (EDTA) pour la détermination du statut individuel
    • Ecouvillons surface par lot d’animaux (parois cage, poussières plumes, …) : contamination de l’environnement d’un(ou plusieurs) oiseau(x)
    ... vit seul Sang total (EDTA)

    Interprétation du résultat

    - Positif  : compatible avec une "mue française" ou du portage asymptomatique. Contamination de l’environnement (écouvillons de surface)
    - Positif à la limite du seuil de détection ou charge virale faible / très faible  : compatible avec du portage sain, une infection débutante ou avec une contamination environnementale du prélèvement biologique
    - Négatif  : absence de Polyomavirus ou quantité de virus inférieure au seuil de détection du test.

    Ne pas hésiter à nous consulter pour une interprétation du résultat quantitatif

  • Poxvirus

  • Que détecte-t-on par PCR ?

    De l’anglais Polymerase Chain Reaction, la PCR est une technique d’amplification de l’ADN utilisée en diagnostic.
    L’ADN d’une cellule, d’un virus, d’une bactérie ou encore d’un parasite peut être détecté par PCR.
    Une technique dérivée de la PCR, la RT-PCR permet la détection de l’ARN, support de l’information génétique de certains virus.

  • Que signifie le terme "Seuil de détection" inscrit sur mon rapport d’analyses ?

    Le seuil de détection d’un test est la plus petite quantité de cible recherchée qui peut être détectée (mais non nécessairement quantifiable).
    En pratique le seuil de détection est exprimé chez Scanelis en nombre de copies de séquence cible (sur le génome du pathogène recherché) par analyse.
    Il est déterminé par des analyses statistiques, conformément aux recommandations de la Pharmacopée Européenne.

  • Renibacterium salmoninarum

    Détection par PCR en temps réel de Renibacterium salmoninarum, bactérie responsable de la BKD (Bacterial Kidney Disease) chez les salmonidés.

    Indications du test

    - Diagnostic individuel ou en pool lors d’une suspicion clinique de BKD
    - Contrôle sanitaire d’un élevage de salmonidés
    - Contrôle qualité de liquide coelomique ou d’oeufs embryonnés de salmonidés

    Caractéristiques du test

    - PCR en temps réel
    - Seuil de détection
    - Analyse quantitative (sur demande)

    Prélèvements à réaliser

    - Rein et /ou Rate (non fixés) pour le diagnostic clinique
    (analyse en pool possible : 3 prélèvements maximum)
    - Oeufs embryonnés (pot sec, sans milieu de transport - Volume mini : 60mL)
    - Liquide coelomique (tube ou pot sec, sans milieu de transport)

    Interprétation du résultat

    - Résultat positif :
    Animal symptomatique : présence de la bactérie dans l’échantillon analysé. Interprétation en fonction de la charge bactérienne mesurée et du contexte clinique.
    Animal asymptomatique ou produits dérivés de poissons : présence de la bactérie dans l’échantillon analysé.

    - Résultat négatif :
    Animal symptomatique : absence de Renibacterium salmoninarum ou quantité inférieure au seuil de détection. Permet d’exclure une forme aiguë de la maladie.
    Animal asymptomatique ou produits dérivés de poissons : absence de Renibacterium salmoninarum ou quantité inférieure au seuil de détection.

  • RT-PCR

    Lorsque le génome à rechercher est un ARN (virus à ARN), une étape préliminaire à la réaction de PCR permet de réaliser une copie du fragment cible d’ARN en ADN grâce à une enzyme isolée des rétrovirus : la transcriptase inverse (ou Reverse transcriptase). On parle alors de RT-PCR.

    Quelques exemples de virus à ARN d’intérêt vétérinaire  :

    • Virus de la maladie de Carré
    • Coronavirus félin et coronavirus canin
    • Calicivirus félin
    • Rétrovirus félins : FeLV et FIV
    • Pestivirus bovin
    • Virus de la maladie hémorragique virale du lapin (VHDV)

  • Salmonella sp

  • Salmonella sp

  • Salmonella sp

  • Salmonella sp.

    Recherche de Salmonella sp. par PCR en temps réel.

    Indications du test

    • Diagnostic de salmonellose chez les animaux présentant des signes cliniques (d’intensité variable de discrets à sévères pouvant aboutir à la mort, associant des signes d’entérocolite et d’endotoxémie, anorexie, hyperthermie, douleurs abdominales, diarrhée séreuse à hémorragique)
    • Détection des porteurs asymptomatiques (en particulier en collectivité si cas cliniques ou si suspicion de zoonose)

    Caractéristiques du test

    - PCR en temps réel
    - Seuil de détection
    - Analyse quantitative de la charge

    Prélèvements à réaliser

    • Signes digestifs : prélèvement rectal avec un écouvillon sec sans milieu de culture.
    • Détermination de statut des animaux asymptomatiques : prélèvement rectal avec un écouvillon sec.
    • Prélever si possible avant la mise en place d’un traitement antibiotique. Sinon l’indiquer sur la fiche de demande d’analyses.

    Interprétation du résultat

    • Résultat négatif : absence de la bactérie ou quantité inférieure au seuil de détection de la technique.
    • Résultat positif : présence de la bactérie dans le prélèvement.
      Si la quantité de bactérie est très faible, nous vous l’indiquons sur le rapport d’analyses. Les résultats positifs sont à interpréter dans le contexte clinique, en fonction de la durée d’évolution et de traitements éventuels. Le test Scanelis permet une évaluation quantitative de la charge bactérienne.
      Pour une interprétation du résultat dans un contexte clinique, il faut tenir compte d’un taux de portage qui est en général faible dans une population standard mais qui peut être plus élevé en collectivité et/ou chez les carnivores domestiques qui bénéficient d’un régime crudivore. Les charges bactériennes sont toujours faibles.
      Les cas cliniques chez les carnivores domestiques sont souvent associés à l’alimentation (régime crudivore, alimentation commerciale contaminée) mais d’autres sources, comme l’environnement, restent possibles.
    • Un traitement antibiotique récent ou en cours au moment du prélèvement peut modifier la sensibilité du test et/ou la charge bactérienne.
    Ne pas hésiter à nous consulter pour une interprétation du résultat quantitatif

  • Salmonella sp.

    Recherche de Salmonella sp. par PCR en temps réel.

    Indications du test

    • Diagnostic de salmonellose chez les animaux présentant des signes cliniques (d’intensité variable de discrets à sévères pouvant aboutir à la mort, associant des signes d’entérocolite et d’endotoxémie, anorexie, hyperthermie, douleurs abdominales, diarrhée séreuse à hémorragique)
    • Détection des porteurs asymptomatiques (en particulier en collectivité si cas cliniques ou si suspicion de zoonose)

    Caractéristiques du test

    - PCR en temps réel
    - Seuil de détection
    - Analyse quantitative de la charge

    Prélèvements à réaliser

    • Signes digestifs : prélèvement rectal avec un écouvillon sec sans milieu de culture.
    • Détermination de statut des animaux asymptomatiques : prélèvement rectal avec un écouvillon sec.
    • Prélever si possible avant la mise en place d’un traitement antibiotique. Sinon l’indiquer sur la fiche de demande d’analyses.

    Interprétation du résultat

    • Résultat négatif : absence de la bactérie ou quantité inférieure au seuil de détection de la technique.
    • Résultat positif : présence de la bactérie dans le prélèvement.
      Si la quantité de bactérie est très faible, nous vous l’indiquons sur le rapport d’analyses. Les résultats positifs sont à interpréter dans le contexte clinique, en fonction de la durée d’évolution et de traitements éventuels. Le test Scanelis permet une évaluation quantitative de la charge bactérienne.
      Pour une interprétation du résultat dans un contexte clinique, il faut tenir compte d’un taux de portage qui est en général faible dans une population standard mais qui peut être plus élevé en collectivité et/ou chez les carnivores domestiques qui bénéficient d’un régime crudivore. Les charges bactériennes sont toujours faibles.
      Les cas cliniques chez les carnivores domestiques sont souvent associés à l’alimentation (régime crudivore, alimentation commerciale contaminée) mais d’autres sources, comme l’environnement, restent possibles.
    • Un traitement antibiotique récent ou en cours au moment du prélèvement peut modifier la sensibilité du test et/ou la charge bactérienne.
    Ne pas hésiter à nous consulter pour une interprétation du résultat quantitatif

  • SARS-CoV2

    Mise à jour du 04/08/2020

    Quelles sont les espèces sensibles au SARS-CoV2 ?

    Les espèces domestiques et sauvages les plus sensibles au SARS-CoV2 sont le chat et autres félidés ainsi que le furet. Le chien est une espèce susceptible mais l’infection semble moins facile en raison probablement d’une structure différente du récepteur cellulaire au virus par rapport aux autres espèces. Volailles et porcs ne sont pas sensibles au virus.
    Le chat avait déjà été identifié comme une espèce sensible à l’infection par le SARS-CoV apparu en 2002.
    Les hôtes intermédiaires du SARS CoV2 seraient la chauve-souris et/ou le pangolin.
    Des cas ont été confirmés chez le chat et/ou le chien à Hong Kong, en Europe (Belgique, Espagne, Allemagne, France, Russie, Royaume-Uni) et aux Etats-Unis.

    Comment les animaux se contaminent-ils dans les conditions naturelles ?

    Animaux domestiques  : lors de contact étroit avec des personnes infectées. Des cas ont été décrits chez des animaux dormant dans le lit de la personne infectée et/ou léchant les assiettes après le repas…
    Cependant d’autres animaux, chien ou chat vivant au contact d’étudiants vétérinaires infectés ou malades n’ont pas été infectés.
    Bien que des contaminations de chat à chat soient possibles, aucun cas de transmission naturelle n’a été documenté à ce jour. En revanche dans certains foyers plusieurs chats étaient séropositifs.
    Animaux d’élevage et en captivité  : la contamination semble être dans ce cas plutôt indirecte via l’environnement et/ou la nourriture contaminés (ex de félidés sauvages contaminés dans un zoo de New-York ou encore de visons d’élevage aux Pays Bas).

    Quelle est la prévalence de l’infection chez l’animal ?

    Les premières études épidémiologiques rétrospectives montrent une prévalence extrêmement faible chez les animaux présentant des signes cliniques respiratoires (étude Idexx, étude Scanelis, Université de Glasgow) ; toutefois il semble probable, d’après les résultats d’infection expérimentale que l’infection soit préférentiellement asymptomatique, en particulier chez le chat. En l’absence de recherche systématique chez les animaux de compagnie vivant au contact de personnes infectées, la prévalence réelle, bien que présumée faible est donc à l’heure actuelle inconnue.
    Une étude sérologique réalisée sur des chats dans la province de Wuhan en Chine, très fortement touchée par la pandémie et qui a subi un confinement très strict a montré une prévalence sérologique de 15% chez les chats.

    Quels sont les signes cliniques décrits chez les animaux infectés ?

    Les cas décrits font état de troubles respiratoires (en particulier de la toux, du jetage et de la dyspnée) et/ou digestifs (diarrhée, vomissements) chez le chat, le chien, le vison et certains félidés sauvages.
    Ces signes cliniques rétrocèdent en quelques jours (pas de cas rapporté de mortalité à ce jour)
    Toutefois ces descriptions sont rares, et souvent en l’absence de diagnostic différentiel et de résultat quantitatif concernant la charge virale, il est difficile de savoir si le SARS-CoV2 est la cause ou l’unique cause des signes observés.
    Des infections expérimentales chez de très jeunes chats (10-14 semaines) ont conduit à l’apparition de signes respiratoires et de lésions pulmonaires similaires à celles décrites chez l’homme. Des chats plus âgés soumis aux mêmes conditions d’infection n’ont pas développé de signes cliniques.

    La contagion est-elle possible au sein d’une même espèce ?

    Tout comme pour le SARS CoV apparu en 2002, cela a été démontré chez le chat pour le SARS-CoV2. Des chats non infectés mis au contact de chats infectés expérimentalement ont excrété le virus 2 à 3 jours plus tard et sur une période d’une semaine environ.

    Et entre espèces ?

    Tous les cas identifiés de Covid-19 chez les animaux domestiques et sauvages sont actuellement d’origine humaine. En revanche des chats se sont contaminés au contact de visons d’élevage aux Pays Bas (ces chats avaient accès aux locaux d’élevage). Et plus inquiétant le vison est fortement suspecté d’être à l’origine de contaminations humaines (plusieurs foyers aux Pays-Bas), ce qui fait craindre que le vison puisse être un réservoir de virus et a justifié l’abattage systématique de visons d’élevage aux Pays-Bas.

    Les carnivores domestiques sont-ils une source de virus pour l’environnement ?

    Le virus étant excrété dans les sécrétions nasales, dans la salive et éventuellement dans les selles, la contamination de l’environnement est possible mais celle-ci n’a pas été évaluée. De même il est possible, notamment dans l’espèce féline, que le pelage des animaux infectés soit contaminé et que le virus puisse y persister quelques heures. Aucune étude spécifique n’est disponible sur ce point mais des mesures d’hygiène renforcées sont recommandées lors de manipulation de son animal de compagnie ; il faut également éviter les contacts entre les personnes infectées et leur animal de compagnie.

    Quand tester un animal ?

    Les recommandations internationales en terme de dépistage suggèrent de réserver les analyses virologiques (Rt-PCR) aux animaux vivant au contact de personnes malades ou testées positives ou encore présentant des signes cliniques compatibles. Suite à la découverte de cas dans une résidence pour personnes âgées en Allemagne qui a concerné 3 chats, il est également recommandé de tester les animaux vivant au contact de personnes fragiles dans les établissements médicaux spécialisés.
    En cas de suspicion clinique chez l’animal, un diagnostic différentiel est fortement recommandé car les agents infectieux pouvant potentiellement donner des signes cliniques compatibles sont très fréquents dans l’espèce féline.
    En raison des besoins prioritaires chez l’homme, l’utilisation de kits de diagnostic à usage humain pour un dépistage systématique chez l’animal n’est pas recommandée.
    L’utilisation de tests à usage vétérinaire doit donc être privilégié.

    Peut-on craindre des réactions croisées avec les tests RT-PCR chez les chats, chiens ou furets porteurs de coronavirus ?

    Les coronavirus félins et canins, ainsi que ceux décrits chez le furet sont génétiquement éloignés du SARS-CoV2. Les tests utilisables chez l’animal doivent avoir été validés sur l’absence de réactions croisées avec les coronavirus des espèces en cause, ce qui est le cas pour le test SARS - CoV 2 Scanelis vis-à-vis des coronavirus du furet, félins et canins (y compris le coronavirus respiratoire canin).
    Le test peut donc être réalisé en toute sécurité dans ces 3 espèces.

  • SARS-CoV2

    Quelles sont les espèces sensibles au SARS-CoV2 ?

    Les espèces domestiques et sauvages les plus sensibles au SARS-CoV2 sont le chat et autres félidés ainsi que le furet. Le chien est une espèce susceptible mais l’infection semble moins facile en raison probablement d’une structure différente du récepteur cellulaire au virus par rapport aux autres espèces. Volailles et porcs ne sont pas sensibles au virus.
    Le chat avait déjà été identifié comme une espèce sensible à l’infection par le SARS-CoV apparu en 2002.
    Les hôtes intermédiaires du SARS CoV2 seraient la chauve-souris et/ou le pangolin.
    Des cas ont été confirmés chez le chat et/ou le chien à Hong Kong, en Europe (Belgique, Espagne, Allemagne, France, Russie, Royaume-Uni) et aux Etats-Unis.

    Comment les animaux se contaminent-ils dans les conditions naturelles ?

    Animaux domestiques  : lors de contact étroit avec des personnes infectées. Des cas ont été décrits chez des animaux dormant dans le lit de la personne infectée et/ou léchant les assiettes après le repas…
    Cependant d’autres animaux, chien ou chat vivant au contact d’étudiants vétérinaires infectés ou malades n’ont pas été infectés.
    Bien que des contaminations de chat à chat soient possibles, aucun cas de transmission naturelle n’a été documenté à ce jour. En revanche dans certains foyers plusieurs chats étaient séropositifs.
    Animaux d’élevage et en captivité  : la contamination semble être dans ce cas plutôt indirecte via l’environnement et/ou la nourriture contaminés (ex de félidés sauvages contaminés dans un zoo de New-York ou encore de visons d’élevage aux Pays Bas).

    Quelle est la prévalence de l’infection chez l’animal ?

    Les premières études épidémiologiques rétrospectives montrent une prévalence extrêmement faible chez les animaux présentant des signes cliniques respiratoires (étude Idexx, étude Scanelis, Université de Glasgow) ; toutefois il semble probable, d’après les résultats d’infection expérimentale que l’infection soit préférentiellement asymptomatique, en particulier chez le chat. En l’absence de recherche systématique chez les animaux de compagnie vivant au contact de personnes infectées, la prévalence réelle, bien que présumée faible est donc à l’heure actuelle inconnue.
    Une étude sérologique réalisée sur des chats dans la province de Wuhan en Chine, très fortement touchée par la pandémie et qui a subi un confinement très strict a montré une prévalence sérologique de 15% chez les chats.

    Quels sont les signes cliniques décrits chez les animaux infectés ?

    Les cas décrits font état de troubles respiratoires (en particulier de la toux, du jetage et de la dyspnée) et/ou digestifs (diarrhée, vomissements) chez le chat, le chien, le vison et certains félidés sauvages.
    Ces signes cliniques rétrocèdent en quelques jours (pas de cas rapporté de mortalité à ce jour)
    Toutefois ces descriptions sont rares, et souvent en l’absence de diagnostic différentiel et de résultat quantitatif concernant la charge virale, il est difficile de savoir si le SARS-CoV2 est la cause ou l’unique cause des signes observés.
    Des infections expérimentales chez de très jeunes chats (10-14 semaines) ont conduit à l’apparition de signes respiratoires et de lésions pulmonaires similaires à celles décrites chez l’homme. Des chats plus âgés soumis aux mêmes conditions d’infection n’ont pas développé de signes cliniques.

    La contagion est-elle possible au sein d’une même espèce ?

    Tout comme pour le SARS CoV apparu en 2002, cela a été démontré chez le chat pour le SARS-CoV2. Des chats non infectés mis au contact de chats infectés expérimentalement ont excrété le virus 2 à 3 jours plus tard et sur une période d’une semaine environ.

    Et entre espèces ?

    Tous les cas identifiés de Covid-19 chez les animaux domestiques et sauvages sont actuellement d’origine humaine. En revanche des chats se sont contaminés au contact de visons d’élevage aux Pays Bas (ces chats avaient accès aux locaux d’élevage). Et plus inquiétant le vison est fortement suspecté d’être à l’origine de contaminations humaines (plusieurs foyers aux Pays-Bas), ce qui fait craindre que le vison puisse être un réservoir de virus et a justifié l’abattage systématique de visons d’élevage aux Pays-Bas.

    Les carnivores domestiques sont-ils une source de virus pour l’environnement ?

    Le virus étant excrété dans les sécrétions nasales, dans la salive et éventuellement dans les selles, la contamination de l’environnement est possible mais celle-ci n’a pas été évaluée. De même il est possible, notamment dans l’espèce féline, que le pelage des animaux infectés soit contaminé et que le virus puisse y persister quelques heures. Aucune étude spécifique n’est disponible sur ce point mais des mesures d’hygiène renforcées sont recommandées lors de manipulation de son animal de compagnie ; il faut également éviter les contacts entre les personnes infectées et leur animal de compagnie.

    Quand tester un animal ?

    Les recommandations internationales en terme de dépistage suggèrent de réserver les analyses virologiques (Rt-PCR) aux animaux vivant au contact de personnes malades ou testées positives ou encore présentant des signes cliniques compatibles. Suite à la découverte de cas dans une résidence pour personnes âgées en Allemagne qui a concerné 3 chats, il est également recommandé de tester les animaux vivant au contact de personnes fragiles dans les établissements médicaux spécialisés.
    En cas de suspicion clinique chez l’animal, un diagnostic différentiel est fortement recommandé car les agents infectieux pouvant potentiellement donner des signes cliniques compatibles sont très fréquents dans l’espèce féline.
    En raison des besoins prioritaires chez l’homme, l’utilisation de kits de diagnostic à usage humain pour un dépistage systématique chez l’animal n’est pas recommandée.
    L’utilisation de tests à usage vétérinaire doit donc être privilégié.

    Peut-on craindre des réactions croisées avec les tests RT-PCR chez les chats, chiens ou furets porteurs de coronavirus ?

    Les coronavirus félins et canins, ainsi que ceux décrits chez le furet sont génétiquement éloignés du SARS-CoV2. Les tests utilisables chez l’animal doivent avoir été validés sur l’absence de réactions croisées avec les coronavirus des espèces en cause, ce qui est le cas pour le test SARS - CoV 2 Scanelis vis-à-vis des coronavirus du furet, félins et canins (y compris le coronavirus respiratoire canin).
    Le test peut donc être réalisé en toute sécurité dans ces 3 espèces.

  • SARS-CoV2

    Quelles sont les espèces sensibles au SARS-CoV2 ?

    Les espèces domestiques et sauvages les plus sensibles au SARS-CoV2 sont le chat et autres félidés ainsi que le furet. Le chien est une espèce susceptible mais l’infection semble moins facile en raison probablement d’une structure différente du récepteur cellulaire au virus par rapport aux autres espèces. Volailles et porcs ne sont pas sensibles au virus.
    Le chat avait déjà été identifié comme une espèce sensible à l’infection par le SARS-CoV apparu en 2002.
    Les hôtes intermédiaires du SARS CoV2 seraient la chauve-souris et/ou le pangolin.
    Des cas ont été confirmés chez le chat et/ou le chien à Hong Kong, en Europe (Belgique, Espagne, Allemagne, France, Russie, Royaume-Uni) et aux Etats-Unis.

    Comment les animaux se contaminent-ils dans les conditions naturelles ?

    Animaux domestiques  : lors de contact étroit avec des personnes infectées. Des cas ont été décrits chez des animaux dormant dans le lit de la personne infectée et/ou léchant les assiettes après le repas…
    Cependant d’autres animaux, chien ou chat vivant au contact d’étudiants vétérinaires infectés ou malades n’ont pas été infectés.
    Bien que des contaminations de chat à chat soient possibles, aucun cas de transmission naturelle n’a été documenté à ce jour. En revanche dans certains foyers plusieurs chats étaient séropositifs.
    Animaux d’élevage et en captivité  : la contamination semble être dans ce cas plutôt indirecte via l’environnement et/ou la nourriture contaminés (ex de félidés sauvages contaminés dans un zoo de New-York ou encore de visons d’élevage aux Pays Bas).

    Quelle est la prévalence de l’infection chez l’animal ?

    Les premières études épidémiologiques rétrospectives montrent une prévalence extrêmement faible chez les animaux présentant des signes cliniques respiratoires (étude Idexx, étude Scanelis, Université de Glasgow) ; toutefois il semble probable, d’après les résultats d’infection expérimentale que l’infection soit préférentiellement asymptomatique, en particulier chez le chat. En l’absence de recherche systématique chez les animaux de compagnie vivant au contact de personnes infectées, la prévalence réelle, bien que présumée faible est donc à l’heure actuelle inconnue.
    Une étude sérologique réalisée sur des chats dans la province de Wuhan en Chine, très fortement touchée par la pandémie et qui a subi un confinement très strict a montré une prévalence sérologique de 15% chez les chats.

    Quels sont les signes cliniques décrits chez les animaux infectés ?

    Les cas décrits font état de troubles respiratoires (en particulier de la toux, du jetage et de la dyspnée) et/ou digestifs (diarrhée, vomissements) chez le chat, le chien, le vison et certains félidés sauvages.
    Ces signes cliniques rétrocèdent en quelques jours (pas de cas rapporté de mortalité à ce jour)
    Toutefois ces descriptions sont rares, et souvent en l’absence de diagnostic différentiel et de résultat quantitatif concernant la charge virale, il est difficile de savoir si le SARS-CoV2 est la cause ou l’unique cause des signes observés.
    Des infections expérimentales chez de très jeunes chats (10-14 semaines) ont conduit à l’apparition de signes respiratoires et de lésions pulmonaires similaires à celles décrites chez l’homme. Des chats plus âgés soumis aux mêmes conditions d’infection n’ont pas développé de signes cliniques.

    La contagion est-elle possible au sein d’une même espèce ?

    Tout comme pour le SARS CoV apparu en 2002, cela a été démontré chez le chat pour le SARS-CoV2. Des chats non infectés mis au contact de chats infectés expérimentalement ont excrété le virus 2 à 3 jours plus tard et sur une période d’une semaine environ.

    Et entre espèces ?

    Tous les cas identifiés de Covid-19 chez les animaux domestiques et sauvages sont actuellement d’origine humaine. En revanche des chats se sont contaminés au contact de visons d’élevage aux Pays Bas (ces chats avaient accès aux locaux d’élevage). Et plus inquiétant le vison est fortement suspecté d’être à l’origine de contaminations humaines (plusieurs foyers aux Pays-Bas), ce qui fait craindre que le vison puisse être un réservoir de virus et a justifié l’abattage systématique de visons d’élevage aux Pays-Bas.

    Les carnivores domestiques sont-ils une source de virus pour l’environnement ?

    Le virus étant excrété dans les sécrétions nasales, dans la salive et éventuellement dans les selles, la contamination de l’environnement est possible mais celle-ci n’a pas été évaluée. De même il est possible, notamment dans l’espèce féline, que le pelage des animaux infectés soit contaminé et que le virus puisse y persister quelques heures. Aucune étude spécifique n’est disponible sur ce point mais des mesures d’hygiène renforcées sont recommandées lors de manipulation de son animal de compagnie ; il faut également éviter les contacts entre les personnes infectées et leur animal de compagnie.

    Quand tester un animal ?

    Les recommandations internationales en terme de dépistage suggèrent de réserver les analyses virologiques (Rt-PCR) aux animaux vivant au contact de personnes malades ou testées positives ou encore présentant des signes cliniques compatibles. Suite à la découverte de cas dans une résidence pour personnes âgées en Allemagne qui a concerné 3 chats, il est également recommandé de tester les animaux vivant au contact de personnes fragiles dans les établissements médicaux spécialisés.
    En cas de suspicion clinique chez l’animal, un diagnostic différentiel est fortement recommandé car les agents infectieux pouvant potentiellement donner des signes cliniques compatibles sont très fréquents dans l’espèce féline.
    En raison des besoins prioritaires chez l’homme, l’utilisation de kits de diagnostic à usage humain pour un dépistage systématique chez l’animal n’est pas recommandée.
    L’utilisation de tests à usage vétérinaire doit donc être privilégié.

    Peut-on craindre des réactions croisées avec les tests RT-PCR chez les chats, chiens ou furets porteurs de coronavirus ?

    Les coronavirus félins et canins, ainsi que ceux décrits chez le furet sont génétiquement éloignés du SARS-CoV2. Les tests utilisables chez l’animal doivent avoir été validés sur l’absence de réactions croisées avec les coronavirus des espèces en cause, ce qui est le cas pour le test SARS - CoV 2 Scanelis vis-à-vis des coronavirus du furet, félins et canins (y compris le coronavirus respiratoire canin).
    Le test peut donc être réalisé en toute sécurité dans ces 3 espèces.

  • Seuil de détection

    Le seuil de détection d’un test est la plus petite quantité de séquence cible qui peut être détectée par analyse. En pratique, le seuil de détection est exprimé chez Scanelis en nombre de copies de séquence cible (sur le génome du pathogène recherché).

    Pour chaque test développé par Scanelis, ce seuil est déterminé conformément aux recommandations de la Pharmacopée Européenne et de la norme NF U47-600-2 et vérifié sur chaque série d’analyses.
    Une analyse statistique sur un grand nombre de points standards de plusieurs gammes de dilutions différentes (au minimum 24 déterminations par quantité) est donc réalisée pour déterminer le seuil de détection à 95% (analyse de Probit). Le seuil de détection fourni (proche de 100% dans les conditions dans lesquelles les tests sont réalisés) est égal au seuil de détection à 95% multiplié par un facteur 3. Des standards positifs correspondant à ce seuil sont intégrés sur toutes les séries d’analyses, ce qui permet de s’assurer de la reproductibilité des résultats. Pour chaque test, le seuil de détection est indiqué sur le document de spécifications des tests PCR Scanelis.

  • Seuil de quantification

    Le seuil de quantification est la plus petite quantité de séquence cible (en nombre de copies) qui peut être quantifiée avec exactitude par la méthode de PCR en temps réel (qui permet de discriminer des quantités variant d’un facteur 2).

    Pour chaque test développé par Scanelis, le domaine de linéarité de la PCR est déterminé selon les recommandations de la norme XP U47-600-2 et la borne inférieure de ce domaine constitue la limite de quantification.

    En pratique, un résultat positif "inférieur au seuil de quantification" signifie qu’une faible quantité de la cible recherchée (virus, bactérie...) a été détectée avec certitude dans le prélèvement mais que la quantité est trop faible pour être dosée avec précision.

  • Sexage ADN Scanelis

    Chez de nombreuses espèces d’oiseaux il n’existe pas de dimorphisme sexuel entre le mâle et la femelle.
    Le mâle est homogamétique (ZZ) et la femelle hétérogamétique (ZW).
    Le sexage par ADN est une méthode de choix pour déterminer le sexe d’un oiseau d’une espèce sans dimorphisme. Différents laboratoires offrent des tests de PCR permettant l’amplification d’un fragment de taille différente sur le chromosome Z et sur le chromosome W. Cependant, ces tests ont des limites.

    Le test Sexage ADN Scanelis est un test innovant et très fiable pour le sexage ADN des oiseaux.

    Indications du test

    - Sexage des oiseaux : détermination du sexe chez les espèces sans dimorphisme sexuel

    Caractéristiques du test

    - PCR en temps réel : lecture simple et fiable du résultat, pas de douteux
    * Résultat pour un mâle : une seule courbe d’amplification (amplification d’un fragment sur le chromosome Z mais pas d’amplification sur le chromosome W)

    * Résultat pour une femelle : deux courbes d’amplification (Z et W)

    - le test Sexage ADN Scanelis cible une région très conservée du génome permettant le sexage de nombreuses espèces

    - le test Sexage ADN Scanelis a été rigoureusement validé sur les espèces figurant dans la liste des espèces sexables

    Prélèvements à réaliser

    - Sang total (EDTA), volume recommandé : 100 µl
    - Plumes : prélever 3 ou 4 plumes

    Interprétation du résultat

    - un résultat ZZ traduit un sexe mâle
    - un résultat ZW traduit un sexe femelle

  • Spécifications des tests PCR Scanelis

    Tous nos tests de PCR en temps réel (real-time PCR) utilisés dans le laboratoire ont été développés et validés par l’équipe Recherche et Développement de Scanelis.

    Nous vous invitons à consulter les spécifications de ces tests : spécificité de détection, limite de détection, limite de quantification...

  • Statut scanelis+ : passez à la vitesse supérieure

    Scanelis a le plaisir de vous compter parmi ses meilleurs clients. Accédez dès maintenant au statut scanelis+ pour bénéficier des avantages suivants :

    , c’est + rapide

    • Vos analyses sont prioritaires : tous vos résultats à J+1 [1]
      Scanelis garantit aux vétérinaires praticiens qui n’ont pas le statut scanelis+ des résultats d’analyses à J+2 (process Standard).
    • Traitement en process Urgent + Chronopost Scanelis = 14 € TTC (au lieu de 28 € TTC pour les clients qui n’ont pas le statut scanelis+ ; le traitement en process Urgent vous est systématiquement offert)

    , c’est + simple

    • Vos résultats sur Scanelis.Online : consultez vos résultats en ligne, à n’importe quelle heure du jour ou de la nuit ! Nous restons à votre disposition du lundi au vendredi de 9h à 13h et de 14h à 19h pour vous guider dans le choix de vos analyses et de vos prélèvements ou encore vous aider à interpréter vos résultats dans leur contexte.
    • Recevez une seule facture par mois
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    Jusqu’à 12 % de remise sur toutes les prestations Scanelis.
    La remise est calculée sur la base du chiffre d’affaire de l’année N-1 [2]. Un escompte de 3 % s’ajoute à la remise si vous optez pour le prélèvement automatique.

    Vous souhaitez accéder au statut  ?

    Il vous suffit de nous joindre au 05 34 50 50 90 ou de nous adresser un email à contact@scanelis.com en précisant les coordonnées de la personne à contacter au sein de votre structure. Nous vous appellerons dans les plus brefs délais.
    Download the Equine PCR form {PDF}

  • Test info

    Consultez toutes les informations relatives à notre test PCR du SARS-CoV2.

  • Toxoplasma gondii

    Recherche de Toxoplasma gondii par PCR en temps réel.

    Indications du test

    - Diagnostic de la toxoplasmose chez le chien ou le chat présentant des signes cliniques
    - Evaluation de l’excrétion du protozoaire chez un animal sain

    Caractéristiques du test

    - PCR en temps réel
    - Seuil de détection
    - Détection de Toxoplasma gondii

    Prélèvements à réaliser

    - Signes nerveux : LCS ou encéphale (post-mortem)
    - Signes oculaires (uvéite) : humeur aqueuse (Tube EDTA ou sec)
    - Signes respiratoires : liquide de lavage broncho-alvéolaire ou épanchement thoracique ou poumon (post-mortem)

    Interprétation du résultat

    - Résultat négatif  : absence du protozoaire ou quantité inférieure au seuil de détection de la technique. Dans le cas d’un dépistage chez un animal sain, un résultat négatif n’exclut pas le portage de Toxoplasma gondii, car l’excrétion rectale peut être intermittente. En conséquence, plusieurs tests consécutifs ou un seul test sur un mélange de prélèvements réalisés à quelques jours d’intervalle sont nécessaires afin de confirmer son absence.
    - Résultat positif : la détection de Toxoplasma sur un liquide (LCS, humeur aqueuse, épanchement) confirme la maladie.

    Ne pas hésiter à nous consulter pour une interprétation du résultat quantitatif

  • Toxoplasma gondii

  • Toxoplasma gondii

  • Toxoplasma gondii

    Recherche de Toxoplasma gondii par PCR en temps réel.

    Indications du test

    - Diagnostic de la toxoplasmose chez le chien présentant des signes cliniques

    Caractéristiques du test

    - PCR en temps réel
    - Seuil de détection
    - Détection de Toxoplasma gondii

    Prélèvements à réaliser

    - Signes nerveux : LCS ou encéphale (post-mortem)

    Interprétation du résultat

    - Résultat négatif  : absence du protozoaire ou quantité inférieure au seuil de détection de la technique.
    - Résultat positif : la détection de Toxoplasma sur le LCS ou l’encéphale confirme la maladie.

    Ne pas hésiter à nous consulter pour une interprétation du résultat quantitatif

  • Toxoplasma gondii

  • Toxoplasmose des NAC

    Recherche de Toxoplasma gondii par PCR en temps réel.

    Indications du test

    - Diagnostic de la toxoplasmose chez l’animal (furet, lapin...) présentant des signes cliniques

    Caractéristiques du test

    - PCR en temps réel
    - Seuil de détection
    - Détection de Toxoplasma gondii

    Prélèvements à réaliser

    - Signes nerveux : LCS ou organes (post-mortem)

    Interprétation du résultat

    - Résultat négatif  : absence du protozoaire ou quantité inférieure au seuil de détection de la technique.
    - Résultat positif : la détection de Toxoplasma sur le LCS ou les organes confirme la maladie.

    Ne pas hésiter à nous consulter pour une interprétation du résultat quantitatif

  • Tritrichomonas foetus

    Analyse quantitative de la charge en Tritrichomonas foetus responsable de troubles digestifs chez le chaton.
    Tritrichomonas foetus est un protozoaire flagellé, responsable de diarrhées chroniques du gros intestin. Des co-infections sont possibles avec Giardia, avec lequel il est facilement confondu en microscopie.

    Indications du test

    - Diagnostic de la trichomonose féline lors de troubles digestifs
    - Evaluation du statut excréteur chez le chat asymptomatique
    - Suivi de traitement (évolution de la charge excrétée)

    Caractéristiques du test

    - PCR en temps réel
    - Seuil de détection
    - Analyse quantitative de la charge

    Prélèvements à réaliser

    • Ecouvillon rectal (écouvillon sec sans milieu de transport)
    • Compte-tenu du caractère intermittent de l’excrétion notamment chez les chats asymptomatiques et donc du risque de faux négatif sur un seul prélèvement, pour établir un diagnostic, on conseille :
      • Soit, au moins 3 analyses consécutives (si les deux premières sont négatives) sur des prélèvements réalisés à 1 semaine d’intervalle.
      • Soit une seule analyse réalisée sur un pool d’écouvillons rectaux prélevés tous les deux jours sur 5 à 10 jours, (soit 3 à 5 écouvillons) et conservés au frigo (envoi groupé des écouvillons). Cette option augmente les chances de prélever pendant une phase d’excrétion.

    Interprétation du résultat

    - Résultat négatif : absence du protozoaire ou quantité inférieure au seuil de détection. Un résultat négatif n’exclut pas le portage de Tritrichomonas foetus, car l’excrétion rectale est intermittente. En conséquence, plusieurs tests consécutifs ou un seul test sur un mélange de prélèvements réalisés à quelques jours d’intervalle sont nécessaires afin de confirmer l’absence de Tritrichomonas foetus (voir protocole conseillé ci-dessus).
    - Résultat positif : présence du protozoaire dans le prélèvement. Les résultats positifs sont à interpréter dans le contexte épidémio-clinique et en fonction de la charge détectée et de la durée d’évolution. Le test PCR étant quantitatif, il est intéressant dans le suivi de traitement, afin d’évaluer son efficacité (diminution de la charge excrétée).

    Ne pas hésiter à nous consulter pour une interprétation du résultat quantitatif.

  • Typage des parvovirus des carnivores

    Rappels

    L’agent étiologique principal de la parvovirose canine est le parvovirus de type 2 (incluant les sous-types CPV2, CPV2a, CPV2b et CPV2c). Les souches circulant actuellement sur le terrain sont le CPV2a, le CPV2b et le CPV2c (ou CPV2-Glu 426). Une souche particulière de CPV2c d’origine asiatique circule actuellement également en Europe. Le CPV2 qui était responsable de la plupart des cas de parvovirose il y a 20 ou 30 ans ne semble plus circuler sur le terrain.
    L’agent étiologique principal de la panleucopénie féline est le parvovirus félin (FPV), dans certains cas le parvovirus canin de type 2 (2a, 2b ou 2c) est isolé de fèces de chat atteints de panleucopénie.

    Agents étiologiques

    Parvovirose canine Panleucopénie féline
    Couramment CPV2a
    CPV2b
    CPV2c    		 FPV
    Exceptionnellement FPV
    CPV2    		 CPV2a
    CPV2b
    CPV2c

    La vaccination contre la parvovirose ou la panleucopénie est réalisée avec des vaccins à virus vivants homologues (CPV2 ou CPV2b pour la parvovirose canine et FPV pour la panleucopénie).
    Chez le chien, tous les vaccins (qu’ils soient à haut titre viral ou non) contiennent du CPV2, à l’exception du vaccin Versican® de Zoetis (qui contient une souche de CPV2b).

    Vaccins

    Chien Chat
    Tous les vaccins sauf Versican® Versican® (Zoetis)
    CPV2 CPV2b FPV

    Caractéristiques du test de typage

    Le test développé par Scanelis permet de distinguer 5 types viraux : le FPV, le CPV2, le CPV2a, 2b et 2c. Toutefois le FPV ne peut être distingué de deux virus très proches génétiquement le MEV (Mink Enteritis Virus) et le BFPV (Blue Fox Parvovirus) mais qui ne sont pas isolés chez le chat.

    Il ne permet pas de distinguer les souches sauvages et vaccinales de FPV ou les souches sauvages et vaccinales de CPV2 (sachant que les souches sauvages de CPV2 ne semblent plus circuler sur le terrain). Des analyses de séquençage du gène de la protéine de capside VP2 sont indispensables pour pouvoir faire ce genre d’analyse.
    Le test de typage met en évidence des polymorphismes sur 3 codons (305, 323 et 426) du gène de la protéine VP2.

    Intérêt et utilisation du test de typage

    Le test de typage peut être utilisé après une analyse ayant confirmé une parvovirose ou une panleucopénie.

    En savoir plus sur le diagnostic de la Parvovirose féline par PCR en temps réel

    Dans ce cas il permet de typer la souche majoritaire dans 100% des cas (étude sur 57 cas de parvovirose canine et 28 cas de panleucopénie) et présente une corrélation de 100% avec la technique de référence (séquençage partiel de la VP2).
    Le typage seul ne permet pas de poser un diagnostic car sa spécificité diagnostique est insuffisante (certains animaux asymptomatiques sont porteurs de souches sauvages).
    Lorsque la charge virale est moyenne ou faible, le typage apporte une réponse dans plus de 90 % des cas. Les cas pour lesquels l’interprétation est difficile correspondent à des mélanges de souches.

    Quand utiliser le typage ?

    • vérifier la circulation d’une souche sauvage de parvovirus dans un effectif et l’identifier (notamment dans un contexte de vaccination récente)
    • vérifier l’origine féline (FPV) ou canine (CPV2a, 2b ou 2c) d’une panleucopénie dans les effectifs où chiens et chats cohabitent (ex : refuge…)
    • verifier des résultats avec charge virale moyenne après une vaccination récente sur un animal présentant des signes cliniques.

    Comment interpréter les résultats du typage ?

    Prélèvement canin Prélèvement félin
    FPV Cas rarissime, parvovirose à virus félin Souche sauvage ou vaccinale (la distinction peut éventuellement se faire par séquençage complet de la VP2)
    CPV2 Il s’agit très probablement d’une souche vaccinale (à interpréter en fonction du protocole et des vaccins utilisés). Un séquençage complet de la VP2 permettra éventuellement de le vérifier. L’origine canine de la panleucopénie est confirmée. A rapprocher de la situation épidémiologique. Il existe une protection croisée avec les vaccins félins contre la panleucopénie.
    CPV2a ou 2c Souche sauvage de parvovirus canin (le type 2c est le plus récemment isolé)
    CPV2b Souche sauvage ou éventuellement souche vaccinale (uniquement dans le cas où l’animal a été vacciné récemment avec du Versican® de Zoetis)

  • Typage des parvovirus des carnivores

    Rappels

    L’agent étiologique principal de la parvovirose canine est le parvovirus de type 2 (incluant les sous-types CPV2, CPV2a, CPV2b et CPV2c). Les souches circulant actuellement sur le terrain sont le CPV2a, le CPV2b et le CPV2c (ou CPV2-Glu 426). Une souche particulière de CPV2c d’origine asiatique circule actuellement également en Europe. Le CPV2 qui était responsable de la plupart des cas de parvovirose il y a 20 ou 30 ans ne semble plus circuler sur le terrain.
    L’agent étiologique principal de la panleucopénie féline est le parvovirus félin (FPV), dans certains cas le parvovirus canin de type 2 (2a, 2b ou 2c) est isolé de fèces de chat atteints de panleucopénie.

    Agents étiologiques

    Parvovirose canine Panleucopénie féline
    Couramment CPV2a
    CPV2b
    CPV2c    		 FPV
    Exceptionnellement FPV
    CPV2    		 CPV2a
    CPV2b
    CPV2c

    La vaccination contre la parvovirose ou la panleucopénie est réalisée avec des vaccins à virus vivants homologues (CPV2 ou CPV2b pour la parvovirose canine et FPV pour la panleucopénie).
    Chez le chien, tous les vaccins (qu’ils soient à haut titre viral ou non) contiennent du CPV2, à l’exception du vaccin Versican® de Zoetis (qui contient une souche de CPV2b).

    Vaccins

    Chien Chat
    Tous les vaccins sauf Versican® Versican® (Zoetis)
    CPV2 CPV2b FPV

    Caractéristiques du test de typage

    Le test développé par Scanelis permet de distinguer 5 types viraux : le FPV, le CPV2, le CPV2a, 2b et 2c. Toutefois le FPV ne peut être distingué de deux virus très proches génétiquement le MEV (Mink Enteritis Virus) et le BFPV (Blue Fox Parvovirus) mais qui ne sont pas isolés chez le chat.

    Il ne permet pas de distinguer les souches sauvages et vaccinales de FPV ou les souches sauvages et vaccinales de CPV2 (sachant que les souches sauvages de CPV2 ne semblent plus circuler sur le terrain). Des analyses de séquençage du gène de la protéine de capside VP2 sont indispensables pour pouvoir faire ce genre d’analyse.
    Le test de typage met en évidence des polymorphismes sur 3 codons (305, 323 et 426) du gène de la protéine VP2

    Intérêt et utilisation du test de typage

    Le test de typage peut être utilisé après une analyse ayant confirmé une parvovirose ou une panleucopénie.

    En savoir plus sur le diagnostic de la Parvovirose canine par PCR en temps réel

    Dans ce cas il permet de typer la souche majoritaire dans 100% des cas (étude sur 57 cas de parvovirose canine et 28 cas de panleucopénie) et présente une corrélation de 100% avec la technique de référence (séquençage partiel de la VP2).
    Le typage seul ne permet pas de poser un diagnostic car sa spécificité diagnostique est insuffisante (certains animaux asymptomatiques sont porteurs de souches sauvages).
    Lorsque la charge virale est moyenne ou faible, le typage apporte une réponse dans plus de 90 % des cas. Les cas pour lesquels l’interprétation est difficile correspondent à des mélanges de souches.

    Quand utiliser le typage ?

    • vérifier la circulation d’une souche sauvage de parvovirus dans un effectif et l’identifier (notamment dans un contexte de vaccination récente)
    • vérifier l’origine féline (FPV) ou canine (CPV2a, 2b ou 2c) d’une panleucopénie dans les effectifs où chiens et chats cohabitent (ex : refuge…)
    • verifier des résultats avec charge virale moyenne après une vaccination récente sur un animal présentant des signes cliniques.

    Comment interpréter les résultats du typage ?

    Prélèvement canin Prélèvement félin
    FPV Cas rarissime, parvovirose à virus félin Souche sauvage ou vaccinale (la distinction peut éventuellement se faire par séquençage complet de la VP2)
    CPV2 Il s’agit très probablement d’une souche vaccinale (à interpréter en fonction du protocole et des vaccins utilisés). Un séquençage complet de la VP2 permettra éventuellement de le vérifier. L’origine canine de la panleucopénie est confirmée. A rapprocher de la situation épidémiologique. Il existe une protection croisée avec les vaccins félins contre la panleucopénie.
    CPV2a ou 2c Souche sauvage de parvovirus canin (le type 2c est le plus récemment isolé)
    CPV2b Souche sauvage ou éventuellement souche vaccinale (uniquement dans le cas où l’animal a été vacciné récemment avec du Versican® de Zoetis)

  • Virus de l’Artérite Virale Equine (Janvier 2016)

  • Virus de l’hépatite de Rubarth

    Recherche de l’adénovirus canin de type 1 par PCR en temps réel.

    Indications du test

    - Diagnostic de l’hépatite infectieuse canine ou maladie de Rubarth.
    - Détection des excréteurs asymptomatiques.

    Caractéristiques du test

    - PCR en temps réel
    - Seuil de détection
    - Détection de l’adénovirus canin de type 1

    Prélèvements à réaliser

    • Diagnostic de l’hépatite de Rubarth :
      • sur animal vivant : sang total (EDTA) puis en fonction des signes clinqiues, les prélèvements suivants peuvent être ajoutés : urines, LCS, biopsies hépatiques (tube EDTA ou sec)
      • sur animal mort : foie (tube EDTA ou sec)
    • Détermination de statut des animaux sains : urines (tube EDTA ou sec). Le sang total (EDTA) peut être analysé en complément des urines.

    Interprétation du résultat

    - Résultat négatif : absence du virus ou quantité inférieure au seuil de détection de la technique.
    - Résultat positif : sur un animal cliniquement suspect, une charge élevée du virus permet de conclure à une hépatite de Rubarth.
    Sur un animal sain, dans le cadre d’un suivi post maladie par exemple, un résultat positif sur urines confirme l’excrétion persistante du virus qui peut durer plusieurs mois après guérison.

    Ne pas hésiter à nous consulter pour une interprétation du résultat quantitatif

  • Virus de la maladie aléoutienne

  • Virus de la maladie de Carré

    Analyse quantitative et typage de souches (vaccinales/infectieuses) permettant un diagnostic de certitude sur des animaux récemment vaccinés, quel que soit le vaccin utilisé (souches vaccinales disponibles sur le marché vétérinaire français)

    Indications du test

    - Diagnostic de la maladie de Carré chez le chien, le furet.
    - Suivi post diagnostic
    - Evaluation du risque épidémiologique (mise en évidence de la circulation virale en collectivité)

    Caractéristiques du test

    Prélèvements à réaliser

    - Sang sur EDTA (quelle que soit la forme clinique)
    - Sang et LCR sur EDTA pour les formes nerveuses pures
    - Sang sur EDTA et cellules conjonctivales ou oro-pharyngées (écouvillons) en présence de signes respiratoires (possibilité de réaliser également un diagnostic de toux de chenil)
    - Rein, rate, foie, poumon en post-mortem (non fixés)
    Dans les formes chroniques, il est recommandé de faire plusieurs prélèvements (sang et autre prélèvement en fonction des signes cliniques).
    Pour le suivi post-diagnostic, il est préférable de rechercher le virus sur un mélange de prélèvements (sang, urine, cellules conjonctivales et oro-pharyngées).

    Interprétation du résultat

    Les informations concernant les vaccins utilisés ainsi que les dates de vaccination sont nécessaires à l’interprétation du résultat (à indiquer sur la fiche de demande d’analyses).

    • Résultat positif  : compatible avec une maladie de Carré ou une circulation virale
    • Faible charge de virus vaccinal  : mise en évidence de la souche vaccinale, probablement liée à une vaccination récente
    • Résultat négatif : absence de virus de Carré dans le prélèvement ou quantité inférieure au seuil de détection. Permet d’exclure une forme aïgue de maladie de Carré.
    Voir nos publications sur la maladie de Carré et son diagnostic.

  • Virus de la NHEO

    Détection quantitative (PCR en temps réel) du Goose Haemorrhagic PolyomaVirus (GHPV), agent responsable de la Néphrite Hémorragique Entérite de l’Oie (NHEO)

    Indications du test

    - Diagnostic de certitude (individuel ou en pool) lors d’une suspicion clinique chez l’oie
    - Evaluation de l’excrétion cloacale du virus en l’absence de signes cliniques évocateurs afin d’estimer le portage asymptomatique du virus chez les oies reproductrices

    - Nouveau : recherche du GHPV chez le canard (mulard, de barbarie, cane pékin …)
    cf publication : J.-L. Pingret, C. Boucraut-Baralon et J.-L. Guérin : " Goose Haemorrhagic polyomavirus (GHPV) infection in ducks ", The Veterinary Record, 2008, vol. 2, n° 162, p.5.

    Caractéristiques du test

    - PCR en temps réel
    - Seuil de détection
    - Analyse quantitative

    Prélèvements à réaliser

    - Suspicion clinique chez l’oie : Organes : Foie, rein, rate (non fixés)
    - Evaluation de la circulation virale : écouvillons cloacaux (maximum 5 prélèvements par analyse)
    - Recherche du GHPV chez le canard : Rate

    Interprétation du résultat

    Les informations concernant le contexte clinique sont nécessaires à l’interprétation du résultat et doivent être indiquées sur la fiche de demande d’analyse.

    - Résultat positif  : présence du virus dans l’échantillon analysé. L’interprétation dépend de la charge virale mesurée indiquée sur le rapport d’analyses et du contexte clinique.
    - Résultat négatif : absence de virus ou quantité inférieure au seuil de détection. Permet d’exclure une forme aiguë de la maladie.

  • Virus de la VHD

    Détection quantitative du virus de la VHD (Viral Hemorrhagic Disease ou Maladie virale hémorragique du lapin) par RT-PCR en temps réel. Le test permet la détection et la quantification des virus :

    • VHD souche classique
    • VHD souche variant 2010

    Indications du test

    - Diagnostic individuel ou en pool lors d’une suspicion clinique
    - Evaluation de la quantité de virus environnementale (cage, mangeoire…) afin d’estimer le niveau de contamination d’un site et d’adapter les mesures prophylactiques (vide sanitaire, désinfection, vaccination...)

    Caractéristiques du test

    - RT-PCR en temps réel
    - Seuil de détection
    - Analyse quantitative

    Prélèvements à réaliser

    - Foie (non fixé) pour le diagnostic clinique (analyse en pool : 3 prélèvements maximum)
    - Ecouvillons environnementaux (nous consulter pour les modalités pratiques)

    Interprétation du résultat

    Les informations concernant les vaccins utilisés, les dates de vaccination et le contexte clinique sont nécessaires à l’interprétation du résultat et doivent être indiqués sur la fiche de demande d’analyse.

    - Résultat positif : présence du virus dans l’échantillon analysé. Interprétation en fonction de la charge virale mesurée et du contexte de l’analyse (diagnostic ou analyse environnementale).
    - Résultat négatif : absence de virus ou quantité inférieure au seuil de détection. Permet d’exclure une forme aiguë de la maladie.

  • Virus de la VHD

    Détection quantitative du virus de la VHD (Viral Hemorrhagic Disease ou Maladie virale hémorragique du lapin) par RT-PCR en temps réel. Le test permet la détection et la quantification des virus VHD souche classique et VHD souche variant 2010

    Indications du test

    - Diagnostic individuel ou en pool lors d’une suspicion clinique
    - Evaluation de la quantité de virus environnementale (cage, mangeoire…) afin d’estimer le niveau de contamination d’un site et d’adapter les mesures prophylactiques (vide sanitaire, désinfection, vaccination...)

    Caractéristiques du test

    - Détection des virus VHD souche classique et VHD souche variant
    - RT-PCR en temps réel
    - Seuil de détection
    - Analyse quantitative

    Prélèvements à réaliser

    - Foie (non fixé) pour le diagnostic clinique (analyse en pool : 3 prélèvements maximum)
    - Ecouvillons environnementaux (nous consulter pour les modalités pratiques)

    Interprétation du résultat

    Les informations concernant les vaccins utilisés, les dates de vaccination et le contexte clinique sont nécessaires à l’interprétation du résultat et doivent être indiqués sur la fiche de demande d’analyse.

    - Résultat positif : présence du virus dans l’échantillon analysé. Interprétation en fonction de la charge virale mesurée et du contexte de l’analyse (diagnostic ou analyse environnementale).
    - Résultat négatif : absence de virus ou quantité inférieure au seuil de détection. Permet d’exclure une forme aiguë de la maladie.

    Ne pas hésiter à nous consulter pour une interprétation du résultat quantitatif

  • Virus minute

    Recherche du virus minute (CPV -1 ou parvovirus de type 1) par PCR en temps réel.

    Indications du test

    • Diagnostic : exploration des anomalies de la gestation, avortements, malformations fœtales, mortinatalité, signes respiratoires et/ou digestifs et/ou nerveux chez le chiot.
    • Statut des reproducteurs : détection des excréteurs asymptomatiques.

    Caractéristiques du test

    - PCR en temps réel
    - Seuil de détection
    - Détection du virus minute (CPV-1)

    Prélèvements à réaliser

    • Exploration de troubles de la reproduction :
      • Dans un contexte d’avortement et/ou de mortinalité : poumon, foie, rein, rate de l’avorton ou du chiot décédé sur tube sec, placenta sur tube sec, écouvillon vaginal de la femelle sur tube sec.
    • Détermination de statut des animaux asymptomatiques : prélèvements oro-pharyngé + conjonctival + vaginal ou préputial (écouvillons ou cytobrosses sur tube sec), sperme (tube sec), éventuellement prélèvement rectal (écouvillon sur tube sec).

    Interprétation du résultat

    • Résultat négatif : absence du virus ou quantité inférieure au seuil de détection de la technique.
    • Résultat positif :
      • dans un contexte de troubles de la gestation, d’avortement ou de mortinatalité, la présence de virus est compatible avec des troubles de la reproduction à virus minute.
      • chez un chien adulte asymptomatique, la présence du virus témoigne d’une excrétion. L’animal est probablement contagieux.
    • A noter que les charges virales sont souvent faibles y compris chez les animaux symptomatiques et que le virus minute peut ne pas être le seul agent infectieux responsable des troubles observés.
    Ne pas hésiter à nous consulter pour une interprétation du résultat quantitatif

  • Ze Quizz

  • Avortements ruminants : résultats PCR quantitative à J+1 ou J+2

    Délai avortements ruminants

  • Chevaux : résultats PCR quantitative à J+1

  • Contrôle sanitaire

    Tous les tests ci-dessous sont des tests de PCR temps réel, développés et validés par Scanelis.

    Helicobacter spp. et typage de l’espèce
    Helicobacter hepaticus
    Parvovirus rongeurs sp. + identification du virus : RMV, RPV, KRV et H1-Toolan (rat) / MVM et MPV (souris)
    Murine Norovirus
    Bordetella bronchiseptica
    Chlamydia psittaci
    VHD
    Maladie de Carré
    Toxoplasma gondii
    Neospora caninum
    Bornavirus
    Leishmanies
    Ehrlichia / Anaplasma
    Borrelia
    Hémobartonelles
    Hépatite de Rubarth (CAV-1)
    Herpes virus canin (CHV)
    Parvovirus canin (CPV-2)
    Coronavirus canin
    Virus Minute (CPV-1)
    Bordetella bronchiseptica
    Adénovirus respir. (CAV-2)
    Parainfluenza canin (CPI)
    Papillomavirus oral
    Leptospira interrogans
    Brucella spp.
    FeLV
    FIV
    Toxoplasma gondii
    Hémobartonelles
    Coronavirus félin / PIF
    Parvovirus félin (typhus, panleucopénie)
    Bornavirus
    Herpes virus (FHV-1)
    Calicivirus (FCV)
    Chlamydophila psittaci / felis
    Bordetella bronchiseptica
    Leishmanies
    Poxvirus

  • Contrôle Qualité Produits Biologiques

    La plupart des tests disponibles au catalogue Scanelis peuvent être utilisés pour contrôler la qualité de vos produits biologiques.
    Les tests de PCR en temps réel disponibles chez Scanelis ont été développés selon les recommandations de la Pharmacopée Européenne concernant les tests PCR (Methods of analysis 2.6.21 Nucleic Acid Amplification Techniques) et selon la norme NF-U47-600-2 (Méthodes d’analyse en santé animale - PCR - Exigences et recommandations pour le développement et la validation de la PCR en santé animale).

    Nous proposons également :

    • de valider l’utilisation d’un test de notre catalogue par rapport à votre méthode de référence,
    • de développer des tests spécifiques pour un besoin particulier (par exemple détection d’une souche vaccinale).

    N’hésitez pas à nous contacter pour définir ensemble VOTRE CAHIER DES CHARGES.

  • Intérêt des résultats à J+1/J+2 dans un contexte d’avortements chez des ruminants

    Scanelis offre aux vétérinaires la garantie de résultats de PCR quantitative pour le diagnostic d’avortements chez les ruminants à J+2 (process Standard).

    Pour la garantie d’un résultat à J+1 de la réception des échantillons, Scanelis propose le traitement des analyses en process Urgent (tarif 2019 : 14€ TTC à ajouter au montant des analyses).

    Ces délais permettent au vétérinaire d’apporter une réponse rapide à un éleveur inquiet et de lui proposer très vite une prophylaxie sanitaire et/ou médicale adaptée à son cas.

  • Piro : diagnostic à J+1 et adaptation du traitement

    Scanelis garantit aux vétérinaires équins :

    • des résultats de PCR quantitative pour le diagnostic de Piroplasmose équine et de Piro-like à J+1 (J = jour de réception des prélèvements)
    • le typage Babesia caballi / Theileria equi

    En confiant ses analyses à Scanelis, le vétérinaire peut commencer un traitement lors de sa première intervention puis, en fonction des résultats obtenus à J+1, confirmer ou réorienter son protocole thérapeutique :

    • poursuite du protocole initial en cas de détection de Babesia caballi
    • adaptation de la posologie et du rythme des administrations en cas de détection de Theileria equi
    • changement de protocole thérapeutique en cas de détection d’un autre agent pathogène recherché

    >> En savoir plus sur le traitement : http://www.ivis.org/proceedings/avef/2007/amory2.pdf

    La garantie de résultats de PCR quantitative à J+1 et le typage B. caballi / T. equi permettent au vétérinaire praticien d’intégrer le diagnostic dans son protocole thérapeutique, ce qui n’est pas le cas avec d’autres méthodes de diagnostic ou en recourant à un service moins rapide.

  • Prélèvements

    De la qualité de vos prélèvements dépend la fiabilité de vos résultats. Il est donc important de suivre les recommandations suivantes pour la réalisation de ces prélèvements.
    En cas de doute n’hésitez pas à nous contacter auparavant. Vous pourrez ainsi éviter de devoir réitérer... Nous pourrons ainsi traiter votre demande dès la réception des échantillons et réaliser les analyses souhaitées dans les plus brefs délais.

    Nature du prélèvement Précisions Matériel de prélèvement Alternative
    Sang sang total, non centrifugé tube EDTA aucune (EDTA IMPERATIF !)
    LCS, humeur aqueuse, liquide d’épanchement, urine et autres fluides tube EDTA tube sec
    Moelle osseuse, ponction ganglionnaire tube EDTA
    Cellules (oropharyngées, conjonctivales, vaginales/préputiales, nasales...) écouvillon/cytobrosse dans tube sec ou EDTA
    Prélèvement rectal/cloacal écouvillon sec, dans un tube sec
    Organe(s), biopsie(s), raclage cutané, placenta... non formolés ; peuvent être congelés avant l’envoi tube/pot sec, étanche

    ATTENTION !

    • Ne jamais utiliser de tube hépariné
    • Ne pas envoyer la lame de bistouri utilisée pour la réalisation du raclage cutané
    • Ne jamais envoyer d’aiguille
    • Utiliser des écouvillons secs, sans milieu de transport (écouvillons rectaux, vaginaux, ...)
    Télécharger notre guide des prélèvements chez les animaux de compagnie : Le diagnostic PCR chez Scanelis - Bien choisir ses prélèvements
    PCR Scanelis : bien choisir ses prélèvements

  • Prévalence des rétrovirus félins

    Informations de l’ABCD (European Advisory Board on Cat Diseases)

    - Consulter les fiches (Fact Sheets) de l’ABCD
    Fiche FeLV (leucose féline)
    Fiche FIV (syndrome d’immunodéficience féline)

    - Lire les recommandations (Guidelines) de l’ABCD
    Recommandations FeLV (leucose féline)
    Recommandations FIV (syndrome d’immunodéficience féline)

    Lu pour vous

    - 3 études récentes sur la prévalence des rétroviroses félines en Europe chez les animaux asymptomatiques (essentiellement des chats errants)

    Où ? Quand ? Qui ? Prévalence FeLV Prévalence FIV Référence de l’étude
    Italie (Pise) 2006 203 chats asymptomatiques (errants ou non) 8.4% 11.3% Feline leukaemia virus (FeLV) and feline immunodeficiency virus infections in cats in the Pisa district of Tuscany, and attempts to control FeLV infection in a colony of domestic cats by vaccination. Vet Rec. 2006 Apr 22 ;158(16):555-7. Bandecchi P, Dell’Omodarme M, Magi M, Palamidessi A, Prati MC.
    Royaume-Uni (Birmingham) 2002 517 chats errants asymptomatiques 1.4% 4.9% Prevalence of feline leukaemia virus and antibodies to feline immunodeficiency virus and feline coronavirus in stray cats sent to an RSPCA hospital. Vet Rec. 2002 May 18 ;150(20):621-5. Muirden A.
    Belgique 1998-2000 346 chats errants urbains 3.8% 11.3% Serological survey of Toxoplasma gondii, feline immunodeficiency virus and feline leukaemia virus in urban stray cats in Belgium. Vet Rec. 2002 Nov 23 ;151(21):626-9. Dorny P, Speybroeck N, Verstraete S, Baeke M, De Becker A, Berkvens D, Vercruysse J.

    Diagnostic des rétroviroses félines par PCR en temps réel

    Diagnostic de l’infection par le FeLV par PCR en temps réel
    Diagnostic de l’infection par le FIV par PCR en temps réel

  • Délais

    Process standard : des résultats garantis à J+2

    Scanelis offre aux vétérinaires la garantie de résultats de PCR quantitative à J+2 (J=Jour de réception des prélèvements, délai en jours ouvrés) pour la détection d’agents infectieux chez de nombreuses espèces animales. Ce délai standard vous est garanti pour les analyses concernant les carnivores domestiques (Chien/Chat), les NAC, les volailles/lapins (délai supplémentaire en cas de typage) et les ruminants (bovins/ovins/caprins)

    Process URGENT : des résultats garantis à J+1

    Pour la garantie d’un résultat à J+1 (J=jour de réception des échantillons, délai en jours ouvrés), Scanelis propose le traitement des analyses en process Urgent (tarif 2022 : 14€ TTC à ajouter au montant des analyses).
    NB : tous nos tarifs pour les analyses PCR chez les chevaux incluent le traitement des analyses en process Urgent (résultats garantis à J+1)

    Envoi + analyses : optimiser les délais

    Scanelis vous propose un envoi par Chronopost médical de vos échantillons. Ce service est utilisable pour les seules expéditions depuis la France métropolitaine (ne pas utiliser depuis la Corse ou les DROM-COM).

    En savoir plus sur l’envoi en Chronopost

    Rapidité et Fiabilité

    Scanelis offre aux vétérinaires un service très rapide tout en garantissant la très haute fiabilité de ses analyses grâce à plusieurs atouts majeurs :

    • la spécialisation : Scanelis offre une large gamme de tests de diagnostic qui utilisent une seule méthode : la PCR quantitative.
    • une forte capacité de Recherche et Développement : lors de la conception et du développement de chaque nouveau test, notre équipe de R&D prend en compte les contraintes industrielles afin de permettre la mise en oeuvre de toutes les analyses dans des conditions similaires quotidiennement.
    • une plateforme analytique à haut-débit, flexible et fiable : notre plateforme analytique permet la réalisation d’un grand nombre d’analyses PCR quantitative (120000 l’année dernière), tout en restant extrêmement flexible : les échantillons sont pris en charge dès réception et toutes les analyses sont mises en oeuvre chaque jour ouvré.
      Scanelis a doublé tous les équipements de la plateforme analytique afin de garantir la continuité du service en cas de panne ou maintenance.
    • des locaux dédiés à la PCR
    • une démarche d’assurance qualité
    • une équipe de spécialistes

  • Rapidité et fiabilité

    Scanelis offre aux vétérinaires un service très rapide (résultats de PCR quantitative le lendemain de la réception des prélèvements) tout en garantissant la très haute fiabilité de ses analyses grâce à plusieurs atouts majeurs :

    • la spécialisation

    Scanelis offre une large gamme de tests de diagnostic qui utilisent une seule méthode : la PCR quantitative.

    Lors de la conception et du développement de chaque nouveau test, notre équipe de R&D prend en compte les contraintes industrielles afin de permettre la mise en oeuvre de toutes les analyses dans des conditions similaires quotidiennement.

    • une plateforme analytique à haut-débit, flexible et fiable

    Notre plateforme analytique permet la réalisation d’un grand nombre d’analyses PCR quantitative (120000 en 2011), tout en restant extrêmement flexible : les échantillons sont pris en charge dès réception et toutes les analyses sont mises en oeuvre chaque jour ouvré.
    Scanelis a doublé tous les équipements de la plateforme analytique afin de garantir la continuité du service en cas de panne ou maintenance.

    • des locaux dédiés à la PCR

  • Rapidité et fiabilité

    Scanelis offre aux vétérinaires un service très rapide (résultats de PCR quantitative le lendemain de la réception des prélèvements) tout en garantissant la très haute fiabilité de ses analyses grâce à plusieurs atouts majeurs :

    • la spécialisation : Scanelis offre une large gamme de tests de diagnostic qui utilisent une seule méthode : la PCR quantitative.
    • une forte capacité de Recherche et Développement : lors de la conception et du développement de chaque nouveau test, notre équipe de R&D prend en compte les contraintes industrielles afin de permettre la mise en oeuvre de toutes les analyses dans des conditions similaires quotidiennement.
    • une plateforme analytique à haut-débit, flexible et fiable : notre plateforme analytique permet la réalisation d’un grand nombre d’analyses PCR quantitative (120000 en 2011), tout en restant extrêmement flexible. Les échantillons sont pris en charge dès réception et toutes les analyses sont mises en oeuvre chaque jour ouvré.
      Scanelis a doublé tous les équipements de la plateforme analytique afin de garantir la continuité du service en cas de panne ou maintenance.
    • des locaux dédiés à la PCR
    • une démarche d’assurance qualité
    • une équipe de spécialistes

  • Tests génétiques

    Détection de mutations (SNP, délétion, insertion)

    Génotypage Ob

    • Technique : PCR temps réel
    • La souris Ob constitue un modèle d’étude de l’obésité et du diabète.
      Seules les souris homozygotes pour la mutation ponctuelle Lepob sont obèses et sont phénotypiquement différentes vers l’âge de 4 semaines. Les souris maigres peuvent être hétérozygotes (Lepob/Lep+) ou sauvages (Lep+/Lep+).
    • Scanelis a développé et validé un test de génotypage de la mutation Lepob pour la distinction des animaux Lepob/Lep+ et Lep+/Lep+.
      Il est également possible d’utiliser ce test pour la sélection précoce d’animaux Lepob/Lepob.
    • Analyses de routine à partir de fragment de queue de souris
    • Délai : 5 jours ouvrés pour 500 échantillons sur planning
    • Tarif : nous consulter

    Test(s) à façon

    • Technique : PCR / PCR temps réel
    • Scanelis développe pour vous le(s) test(s) sur mesure pour la détection d’une mutation particulière, selon votre cahier des charges.
    • Scanelis valide la méthode à partir d’échantillons de référence
    • Scanelis réalise vos analyses de routine ou vous transfère la méthode si vous souhaitez l’internaliser dans votre laboratoire
    • Tarif : nous consulter

    Détermination du nombre de copies de transgènes intégrés chez les animaux transgéniques

    • Technique : PCR quantitative (PCR temps réel)
    • Scanelis développe et valide un test de détection et de quantification de votre transgène par PCR en temps réel.
    • Scanelis développe et valide un test de détection et de quantification d’un gène de référence chez l’espèce animale concernée. NB : certains tests PCR pour la détection et la quantification de gènes de référence sont déjà disponibles chez Scanelis (nous consulter)
    • Scanelis valide la méthode de détermination du nombre de copies du transgène considéré à partir d’échantillons de référence.
    • Le nombre de réplicats de chacune des PCR est déterminé avec le client pour atteindre les objectifs fixés en terme de précision
    • Scanelis réalise vos analyses de routine ou vous transfère la méthode si vous souhaitez l’internaliser dans votre laboratoire
    • Tarif : nous consulter

    Exemple de test développé par Scanelis : détermination du nombre de transgènes intégrés chez la lapine transgénique. Télécharger le poster présenté lors du congrès FELASA 2007 : " Accurate method for determination of transgene copy number using Real-time PCR in rabbits ".

    Zygosité

    • Technique : PCR quantitative (PCR temps réel)
    • Différenciation des animaux homozygotes et hétérozygotes pour un transgène donné
    • Scanelis développe et valide un test de détection et de quantification de votre transgène par PCR en temps réel.
    • Scanelis développe et valide un test de détection et de quantification d’un gène de référence chez l’espèce animale concernée. NB : certains tests PCR pour la détection et la quantification de gènes de référence sont déjà disponibles chez Scanelis (nous consulter)
    • Scanelis valide la méthode de détermination de la zygosité à partir d’échantillons de référence
    • Le nombre de réplicats de chacune des PCR est déterminé avec le client pour atteindre les objectifs fixés en terme de précision
    • Scanelis réalise vos analyses de routine ou vous transfère la méthode si vous souhaitez l’internaliser dans votre laboratoire
    • Tarif : nous consulter

    Test d’expression

    • Technique : PCR quantitative (PCR temps réel)
    • Quantification des ARN messagers d’un gène ou d’un transgène
    • Scanelis développe et valide un test de détection et de quantification de votre transgène ou du gène d’intérêt, par PCR en temps réel.
    • Scanelis valide la méthode
    • Scanelis réalise vos analyses de routine ou vous transfère la méthode si vous souhaitez l’internaliser dans votre laboratoire
    • Tarif : nous consulter

  • Diagnostic d’avortements chez les ruminants : intérêt de la PCR

    Méthodes disponibles pour le diagnostic d’avortements chez les ruminants

    • La sérologie : méthode de diagnostic indirect par mise en évidence de la présence d’anticorps (Ac) produits par la réponse immunitaire de l’hôte.
      Un résultat négatif en sérologie s’interprète de la façon suivante :
      > l’animal n’est pas infecté
      > l’animal est infecté mais la séroconversion n’a pas encore eu lieu.
      Un résultat positif est délicat à interpréter, car il signe un contact plus ou moins récent avec le parasite et il ne donne aucune indication sur le portage persistant ou non. Dans tous les cas, il est conseillé de réaliser un deuxième test deux semaines plus tard, afin de réaliser une cinétique. En fonction des résultats de celle-ci, on pourra déterminer si l’infection est en cours, chronique ou ancienne.
    • La PCR et la PCR quantitative : outils de diagnostic direct, par mise en évidence de l’agent pathogène suspecté dans un prélèvement à un instant donné.

    Quelle méthode choisir ?

    Sérologie
    PCR quantitative
    Diagnostic "précoce", dans les 5j post-avortement
    Diagnostic "tardif", > 5j post-avortement

    Risque de faux-négatif augmenté avec le délai post-avortement

    Spécificité et typage

    Risque de faux-positifs
    Sensibilité
    Pas de données disponibles

    Seuil de détection très faible

    Délai de réponse pour diagnostic

    Cinétique d’anticorps nécessaire, soit 2 prélèvements à 2 semaines d’intervalle

    J+2
    (voir les avantages du délai)

    En bref

    La PCR présente de nombreux avantages par rapport à la sérologie en apportant :

    • un diagnostic précoce : dès la phase aiguë de la maladie
    • une sensibilité et une spécificité élevées
    • une quantification du pathogène (PCR Scanelis quantitative)
    • un délai de réponse à J+1 ou J+2 pour les analyses PCR réalisées chez Scanelis
      >> voir les avantages du délai de rendu des résultats

  • Diagnostic de piroplasmose équine : intérêt de la PCR

    Méthodes disponibles pour le diagnostic de piroplasmose chez le cheval

    • l’observation au microscope : méthode de diagnostic direct, mais qui présente une très faible sensibilité, car même en phase aiguë, il est très difficile d’observer des piroplasmes sur un frottis sanguin.
    • la sérologie : méthode de diagnostic indirect par mise en évidence de la présence d’anticorps (Ac) produits par la réponse immunitaire de l’hôte.
      Un résultat négatif en sérologie s’interprète de la façon suivante :
      - l’animal n’est pas infecté
      - l’animal est infecté mais la séroconversion n’a pas encore eu lieu.
      Un résultat positif est délicat à interpréter, car il signe un contact plus ou moins récent avec le parasite et il ne donne aucune indication sur le portage persistant ou non. Dans tous les cas, il est conseillé de réaliser un deuxième test deux semaines plus tard, afin de réaliser une cinétique. En fonction des résultats de celle-ci, on pourra déterminer si l’infection est en cours, chronique ou ancienne.
    • la PCR et la PCR quantitative : outils de diagnostic direct, par mise en évidence de l’agent pathogène suspecté dans un prélèvement à un instant donné.

    Quelle méthode choisir ?

    Microscopie optique Sérologie PCR quantitative
    Phase aiguë (évolution de quelques jours)
    Phase chronique
    Spécificité Risque de faux-positifs
    Typage de la souche Pas d’identification Distinction entre Babesia caballi et Theileria equi
    Sensibilité Très faible, même en phase aiguë Pas de données disponibles Seuil de détection très faible
    Délai de réponse Immédiat Cinétique d’anticorps nécessaire, soit 2 prélèvements à 2 semaines d’intervalle J+1 >> avantages du délai

    En bref, la PCR présente de nombreux avantages par rapport à la sérologie en apportant :

    • un diagnostic précoce : dès la phase aiguë de la maladie
    • une sensibilité et une spécificité élevées
    • une identification du type responsable
    • une quantification du pathogène (PCR Scanelis quantitative)
    • un délai de réponse à J+1 pour les analyses PCR réalisées chez Scanelis
      >> voir les avantages du délai de rendu des résultats

  • Expédition Chronopost

    Pour profiter pleinement de l’efficacité du service de Scanelis et recevoir vos résultats d’analyses dans les meilleurs délais, Scanelis vous recommande d’expédier vos prélèvements en Chronopost via le formulaire ci-bas pour un coût de 14€ TTC à régler avec vos analyses.

    Envoi en Chronopost Scanelis




    Ce service est utilisable pour les seules expéditions depuis la France métropolitaine (ne pas utiliser depuis la Corse ou les DROM-COM).

    Autres solutions d’envoi

    Le service Chrono Scanelis est facultatif. Vous pouvez choisir d’acheminer vos échantillons vers le laboratoire Scanelis par tout autre moyen de transport, en respectant la réglementation en vigueur pour l’expédition des prélèvements biologiques. Vos prélèvements biologiques doivent être envoyés au laboratoire Scanelis - 9 allée Charles Cros - CS 70006 - 31771 Colomiers Cedex

    Expédition à température ambiante

    Pour vos analyses PCR, les échantillons peuvent être transportés à température ambiante.
    Exception : organes congelés non formolés, expédiés sous le régime du froid

    Conseils et réglementation

    Vos différents prélèvements doivent impérativement être envoyés dans des contenants ETANCHES et adaptés à l’envoi d’échantillons biologiques (conforme à la norme P650). Un triple emballage du prélèvement est nécessaire.

  • Tests sur mesure

    Tests PCR à façon

    Scanelis développe des tests sur mesure pour répondre aux besoins de ses clients (essais cliniques, contrôle qualité pour l’industrie pharmaceutique ...).

    Etapes du développement

    • la conception et l’optimisation sont menées en respect du cahier des charges spécifique du client
    • la validation du test est ensuite réalisée par notre équipe R&D, qui vérifie la spécificité analytique du test sur des souches/échantillons de référence. La spécificité est également vérifiée par séquençage.
    • le test est finalement évalué selon les recommandations de la Pharmacopée européenne :
      • le seuil de détection qui permet d’évaluer la sensibilité du test est déterminé par des études statistiques (analyses de Probit) conformément aux recommandations de la Pharmacopée Européenne. Un seuil de détection à 95% est ainsi calculé. Des témoins positifs adaptés sont utilisés sur chaque série d’analyse, permettant de vérifier ce seuil de détection pour chaque analyse,
      • le seuil de quantification est déterminé,
      • la reproductibilité du test est vérifiée,
      • la robustesse du test est validée.

    Evaluation d’un test particulier

    Scanelis peut évaluer les performances d’un test particulier développé par son client (seuil de détection, spécificité, reproductibilité ...).

    Catalogue de tests PCR en temps réel

    Tous les tests de PCR en temps réel (real-time PCR) que nous proposons au catalogue ont été développés et validés par l’équipe de Recherche et Développement de Scanelis.
    Notre cahier des charges est très strict :

    • le test doit être adapté au besoin du terrain (aspect quantitatif, typage des souches vaccinales, détection des souches pathogènes).
    • la spécificité analytique du test est évaluée sur des souches de référence et des souches de terrain. Elle est vérifiée par séquençage lors des phases de validation du test.
    • le seuil de détection qui permet d’évaluer la sensibilité du test est déterminé par des études statistiques (analyses de Probit) conformément aux recommandations de la Pharmacopée Européenne. Un seuil de détection à 95% est ainsi calculé. Des témoins positifs adaptés sont utilisés sur chaque série d’analyse, permettant de vérifier ce seuil de détection pour chaque analyse. Plus de détails sur le seuil de détection
    • le taux de porteurs asymptomatiques dans la population ainsi que le niveau de portage (charge virale ou bactérienne) sont également évalués sur le terrain dans différentes populations afin de pouvoir apprécier l’intérêt clinique du test (spécificité diagnostique), notamment par rapport à d’autres méthodes de diagnostic vétérinaire.

  • Avortements ruminants : en pratique

    Facturation des analyses

    Scanelis propose deux modes de fonctionnement pour les analyses Ruminants :

    • le règlement des analyses par l’éleveur : dans ce cas le règlement peut être joint aux prélèvements lors de la demande d’analyses ou la facture peut être adressée à l’éleveur si nous sommes en possession des coordonnées complètes de celui-ci.
    • la facturation des analyses à la clinique vétérinaire

    Demande d’analyses

    Pour toute PCR quantitative chez les ruminants, nous vous invitons à télécharger la fiche de demande d’analyses PCR Scanelis Bovins - Ovins - Caprins

    Expédier mes prélèvements

    Choisissez un mode d’expédition fiable, sécurisé et rapide : Editer un bordereau Chronopost Scanelis

    Délai d’obtention des résultats

    Recevez vos résultats d’analyses dans un délai très court : Mes résultats de PCR quantitative à J+1 ou J+2

  • Gamme équine : en pratique...

    Facturation des analyses

    Scanelis propose deux modes de fonctionnement à ses clients équins :

    • le règlement des analyses par le propriétaire : dans ce cas le règlement doit impérativement être joint aux prélèvements lors de la demande d’analyses
    • la facturation des analyses à la clinique vétérinaire, ce qui suppose l’ouverture d’un compte chez Scanelis. Pour cela rien de plus simple : il vous suffit de nous envoyer un email en indiquant en objet "Je souhaite connaître les conditions et avantages relatifs à l’ouverture d’un compte Scanelis" et de nous indiquer vos coordonnées et celles de la clinique.

    Demande d’analyses

    >> Télécharger la fiche de demande d’analyses Chevaux

    Expédier mes prélèvements

    >> Editer un bordereau Chrono Scanelis (expédition incluse dans tous nos tarifs Chevaux)

    Délai d’obtention des résultats

    >> mes résultats de PCR quantitative à J+1

  • La PCR

    La PCR (Polymerase Chain Reaction) est une méthode de détection directe du génome des agents infectieux, ou parasitaires par amplification enzymatique d’une partie de celui-ci. Cet outil de biologie moléculaire est très spécifique et permet de détecter de façon reproductible de très faibles quantités d’agents pathogènes dans des prélèvements de nature variée.

    En génétique, la PCR est une première étape pour l’étude d’une région génomique donnée. Elle permet de cibler cette région pour rechercher des polymorphismes associés à une maladie ou à une sensibilité particulière à certains agents infectieux ou certains médicaments.

    Scanelis utilise la PCR en temps réel qui présente des avantages majeurs par rapport aux méthodes de PCR conventionnelle :

    • analyse quantitative des résultats si nécessaire
    • typage des souches en utilisant des sondes fluorescentes spécifiques
      (ex : souches vaccinales/ souches de terrain)
    • reproductibilité
    • sensibilité très importante
    • sécurité du résultat (pas de risque de contamination et de faux positifs en raison de l’absence d’analyse par électrophorèse)
    • automatisation de l’analyse

    Le développement de tests PCR en temps réel demande une réelle expertise biomoléculaire. Ces tests très spécifiques doivent être adaptés aux agents qui circulent sur le terrain. Au moment du développement mais également durant l’utilisation du test en routine, Scanelis s’assure de l’adéquation des spécifications de ses tests avec les besoins des utilisateurs.

    Animation "La PCR en temps réel"
    présentation et comparaison des techniques de PCR / PCR en temps réel en 2 mn

    Pour plus d’informations sur la technique de PCR, son intérêt et ses applications dans le domaine vétérinaire, vous pouvez également consulter nos publications et cet article.

  • Qui sommes-nous ?

    Scanelis est un laboratoire spécialisé en analyses moléculaires en santé animale.

    Dès 2000, Scanelis fut le premier laboratoire à offrir des tests de PCR quantitative (PCR temps réel) en routine pour la détection, la quantification et le typage d’agents pathogènes chez l’animal.

    Scanelis et ses activités
    Reportage TLT (Télé Toulouse) " Le Mag de l’Economie" 2012
    .

    Laboratoire de diagnostic

    Spécialiste de la PCR quantitative (PCR temps réel), Scanelis propose aujourd’hui une soixantaine de tests pour la détection/quantification d’agents infectieux chez de nombreuses espèces animales (chiens, chats, NAC, bovins, ovins, caprins, volailles, lapins, chevaux et poissons).
    Tous les tests commercialisés par Scanelis ont été développés et validés par notre département de Recherche et Développement.
    Notre département production réalise ces analyses tous les jours dans un laboratoire sécurisé et dédié à cette technologie pour un diagnostic rapide au service des vétérinaires praticiens.

    Services à l’industrie

    Scanelis propose ses services aux industries pharmaceutiques, aux sociétés de biotechnologie, aux fournisseurs d’animaux de laboratoire et aux laboratoires de recherche :

    • Contrôle sanitaire par PCR en temps réel
    • Tests génétiques par PCR en temps réel
    • Contrôle qualité de produits biologiques par PCR en temps réel
    • Diagnostic réalisé selon un cahier des charges spécifique, un plan qualité adapté, par exemple selon les recommandations de la Pharmacopée européenne.
    • Etudes à façon : typage moléculaire de souches ou isolats et traçabilité des infections, veille épidémiologique, quantification d’agents pathogènes ou de messagers, clonage et dosage d’ADN…

    Management de la qualité

    Toutes les publications des collaborateurs Scanelis

  • Le laboratoire

    Nos locaux

    350 m² de laboratoires dédiés à l’analyse moléculaire

    • 2 chaines analytiques : une chaîne Pathologie Infectieuse/Génétique et une chaîne dédiée au Contrôle Qualité de produits biologiques/Etudes
    • adaptés pour la mise en oeuvre d’analyses dans le cadre d’études réglementaires
    • maîtrise des flux d’air : dépression / surpression
    • équipements à la pointe de la technologie
    Un bâtiment qui respecte l’environnement : conception géo-climatique et ossature bois

    Nous vous ouvrons les portes du laboratoire : vous êtes vétérinaire ou industriel, n’hésitez pas à nous contacter pour visiter notre laboratoire !

    Découvrez notre laboratoire en images à l’occasion de l’interview de notre président

    Plateau technique

    Scanelis a doublé tous ses équipements afin de garantir la continuité du service en cas de maintenance ou de panne.

    • PCR quantitative (PCR temps réel) : 4 systèmes de détection de séquences dont 2 ABI 7900 et 2 ABI QS6
    • Système d’automatisation des différentes phases : 2 automates Microlab Star Hamilton
    • Management informatisé du laboratoire (LIMS)

  • PCR quantitative

    Découvrez le principe de la PCR et de la PCR quantitative (PCR en temps réel) à travers cette animation. Pourquoi choisir la PCR quantitative comme technique de diagnostic direct ?

    Si cette vidéo vous a plu, n’hésitez pas à la télécharger. Vous pouvez l’utiliser librement en l’état pour vos conférences, interventions…

    Télécharger la vidéo "la PCR en temps réel" pour Windows Media Player

    Télécharger la vidéo "la PCR en temps réel" pour Apple QuickTime

    Le téléchargement peut prendre quelques minutes...

  • 10 raisons de préférer la PCR Scanelis

    Parce qu’il y a PCR et PCR... voici 10 raisons de choisir la PCR Scanelis (télécharger le document PDF).

  • Développement tests

    Laboratoire de diagnostic

    Tous nos tests de PCR quantitative (PCR temps réel/real-time PCR) utilisés dans le laboratoire ont été développés et validés par l’équipe Recherche et Développement de Scanelis.

    Notre cahier des charges est très strict :

    • le test doit être adapté aux besoins du terrain (aspect quantitatif, typage des souches vaccinales, détection des souches pathogènes).
    • la spécificité analytique du test est évaluée sur des souches de référence et des souches de terrain. Elle est vérifiée par séquençage lors des phases de validation du test.
    • le seuil de détection qui permet d’évaluer la sensibilité du test est déterminé par des études statistiques (analyses de Probit) conformément aux recommandations de la Pharmacopée Européenne (§2.6.21) et de la norme NF U47-600-2 (Exigences et recommandations pour le développement et la validation de la PCR en biologie vétérinaire). Un seuil de détection à 95% est ainsi calculé. Des témoins positifs adaptés sont utilisés sur chaque série d’analyse, permettant de vérifier ce seuil de détection pour chaque analyse. Plus de détails sur le seuil de détection
    • le taux de porteurs asymptomatiques dans la population ainsi que le niveau de portage (charge virale ou bactérienne) sont également évalués sur le terrain dans différentes populations afin de pouvoir apprécier l’intérêt clinique du test (spécificité diagnostique), notamment par rapport à d’autres méthodes de diagnostic vétérinaire.

    Services à l’industrie

    Scanelis développe des tests à façon pour l’industrie en respectant ce cahier des charges et selon les besoins de ses clients Scanelis peut évaluer les performances d’un test particulier développé par son client (seuil de détection, spécificité, reproductibilité,...).

    Vous pouvez consulter l’ensemble de notre offre de Services à l’industrie.

  • Assurance qualité

    Pour garantir à ses clients des résultats d’analyses fiables, Scanelis a mis en place un Système de Management de la Qualité basé sur les recommandations des normes ISO 17025 et NF U47-600-1 (Exigences et recommandations pour la mise en oeuvre de la PCR en santé animale). Suite à l’inspection de l’ANSM de Décembre 2016, Scanelis bénéficie également d’une reconnaissance de conformité aux Bonnes Pratiques de Laboratoire pour la réalisation de bio-analyses par PCR mises en œuvre dans le cadre d’études réglementaires (degré de conformité A, soit le plus élevé).

    Traçabilité et suivi de vos analyses

    Scanelis a déployé un système de management informatisé du laboratoire (LIMS) afin d’automatiser la traçabilité totale des échantillons de leur enregistrement jusqu’au rendu des résultats et à la facturation.

    Les locaux

    Scanelis a conçu son laboratoire dans le but d’offrir le maximum de sécurité et une marche en avant stricte des échantillons est respectée.

    Développement et validation des tests

    Tous les tests sont développés dans le respect des recommandations de la Pharmacopée Européenne (§2.6.21) et de la norme NF U47-600-2 (Exigences et recommandations pour le développement et la validation de la PCR en biologie vétérinaire). Plus d’infos sur le développement des tests PCR Scanelis

    Analyses pour le contrôle qualité des produits biologiques

    Un plan qualité spécifique est mis en place dans le respect des recommandations de la Pharmacopée et peut être adapté en fonction des besoins et du cahier des charges précis du client.

  • Publications Scanelis et collaborations scientifiques

    Vous trouverez ci-dessous la liste des publications scientifiques les plus récentes. Lorsqu’elles sont disponibles n’hésitez pas à les télécharger.

    Publications Scanelis

    		 Maladie de Carré
    - Boucraut-Baralon, C., C. Trumel. 2000. Diagnostic de la maladie de Carré, le choix d’une technique. Le Nouveau Praticien Vétérinaire Août-Septembre-Octobre 2000 : 51-53
    - Boucraut-Baralon, C. . 2006. Comment diagnostiquer et prévenir la maladie de Carré chez le chien et le furet. Le Nouveau Praticien Vétérinaire canine, féline Hors-série 2006 : 83-87
    Mycobactéries
    - Etienne C.-L., F. Granat, C. Trumel, I. Raymond-Letron, M.-N. Lucas, C. Boucraut-Baralon, J.-L. Pingret, L. Magne, M. Delverdier. 2013. A mycobacterial coinfection in a dog suspected on blood smear. 2013 42/4 : 516-521
    Pathogènes entéritiques
    - Broussou, D., H. Mila, A. Grellet, A.Feugier, C. Mariani, J.-L. Pingret, C. Boucraut-Baralon, S. Chastant-Maillard. 2016. Excretion of canine parvovirus type 2 (CPV-2) during gestation and lactation in bitches and puppies
    >> Télécharger ce poster
    - Grellet, A., R.M. Heilmann, B. Polack, A. Feugier, C. Boucraut-Baralon, D. Grandjean, N.Grüntzner, J.S. Suchodolski, J.M. Steiner, and S. Chastant-Maillard. 2016. Influence of Breed Size, Age, Fecal Quality, and Enteropathogen Shedding on Fecal Calprotectin and Immunoglobulin A Concentrations in Puppies During the Weaning Period. Journal of Veterinary Internal Medicine 2016.
    >> Télécharger cet article
    - Grellet, A., S. Chastant-Maillard, A. Feugier, C. Boucraut-Baralon, D. Grandjean, B. Polack. Risk factors of weaning diarrhea in puppies housed in breeding kennels. Prev Veterinary Medecine 117(1) : 260-5 Télécharger cet article
    Hepatozoon canis
    - Criado-Fornelio, A., A. Buling , N.A. Cunha-Filho, J.L. Ruas, N.A.R. Farias, C. Rey-Valeiron, J.L. Pingret, M. Etievant, J.C. Barba-Carretero. 2007. Development and evaluation of a quantitative PCR assay for detection of Hepatozoon sp.. Veterinary Parasitology 150 352–356
    Hémoprotozoaires
    - Criado-Fornelio, A., A. Buling, J-L. Pingret, M. Etievant, C. Boucraut-Baralon, A. Alongi, A. Agnone, A. Torina. 2009. Hemoprotozoa of domestic animals in France : Prevalence and molecular characterization. Veterinary Parasitology 159 73–76
    Diagnostic
    - Boucraut-Baralon, C. . 2001. La PCR, un nouvel outil pour le diagnostic des maladies infectieuses chez le chien. Prat Méd Chir Anim Comp 36 : 515-521
    		 Rétroviroses félines
    - Boucraut-Baralon, C. . 2000. Diagnostic de laboratoire des rétroviroses félines. Le Nouveau Praticien Vétérinaire Juin-Juillet 2000 : 45-47
    - Boucraut-Baralon, C. . 2006. La vaccination d’un chat infecté par le FIV. Le point vétérinaire, 271 12-13
    Maladies oculaires
    - De Geyer, G., C. Boucraut-Baralon. 2001. Herpesvirus félin-1 et maladies oculaires chez le chat. Prat Méd Chir Anim Comp 36 : 461-471
    Coryza
    - Boucraut-Baralon, C. . 2002. Coryza contagieux félin. Encycl Méd Chir (Editions Scientifiques et Médicales Elsevier SAS, Paris, tous droits réservés), Encyclopédie vétérinaire (Elsevier, Paris), Médecine générale, 1800, 2002, 7p.
    Calicivirose
    - Reynolds, B., C. Boucraut-Baralon. 2006. Diagnostic, traitement et prévention des caliciviroses félines. Le Nouveau Praticien Vétérinaire canine, féline Hors-série 2006 : 61-63
    - Reynolds, B. H. Poulet, J.-L. Pingret, D. Jas, S.Brunet, C. Lemeter, M.Etievant, C. Boucraut-Baralon. 2009. A nosocomial outbreak of feline calicivirus associated virulent systemic disease in France. Journal Of Feline Medicine and Surgery 11 : 633-644
    Herpèsvirose féline
    - Donzel, E., C. Boucraut-Baralon, S. Mazzucchelli, N. Otero Coves, T. Verite, F. Laguna, J. Piteux, C. Molas, G. Storms, G. Payen, S. Chahory. 2012. Effect of fluorescein and topical anaesthetics on pcr used for the diagnosis of feline herpesvirus related conjunctivitis.
    Parvovirose féline (Typhus / Panleucopénie)
    - Barrault, M-J., D. Rivière, S. Guionie. 2011. Deux cas d’épanchement pleural associés à une infection par le parvovirus félin. Le Point Vétérinaire 319 : 54-58
    Mycobactéries
    - Rivière, D., J.-L. Pingret, M. Etievant, A. Jechoux, D. Lanore, I. Raymond-Letron, C. Corine Boucraut-Baralon. 2011. Disseminated Mycobacterium avium subspecies infection in a cat. Journal Of Feline Medicine and Surgery 13 : 125-128
    		 NHEO
    - Guerin, J.-L., J. Gelfi, L. Dubois, A. Vuillaume, C. Boucraut-Baralon and J.-L. Pingret. May-2000. A novel polyomavirus (goose hemorrhagic polyomavirus) is the agent of hemorrhagic nephritis enteritis of geese. J Virol 74 : 4523-9.
    >>télécharger cet article
    - Lacroux, C., O. Andreoletti, B. Payre, J.-L. Pingret, A. Dissais and J.-L. Guerin. Jun-2004. Pathology of spontaneous and experimental infections by Goose haemorrhagic polyomavirus. Avian Pathol 33 : 351-8.
    - Pingret, J.-L., C. Boucraut-Baralon and J-L. Guérin. 2008. Goose haemorrhagic polyomavirus infection in ducks. Vet Record 2008 162:164.
    Derzsy et Parvovirus Canard Barbarie
    - Pingret, J.-L., C. Zadjian, S. Lemière et C. Boucraut-Baralon. 2005. Détection des Parvovirus des palmipèdes par PCR en temps réel. Journées de la Recherche Avicole 6 : 423-7.
    >> Télécharger ce poster et cet article
    - Fontaine, J., C. Facon, M. Castets, X. Banse, O. Albaric, J.-L. Pingret, J.-Y. Douet and J.-L. Guérin. 2009. Necrotizing splenitis in mule ducklings : case report and etiological investigations. XVIth World Veterinary Poultry Association Congress Marrakesh.
    		 Chlamydiose, BFDV et APV
    - Lafon, S., J.-L. Pingret et C. Boucraut-Baralon. 2005. Real-Time PCR for diagnosis of three common infectious diseases in caged birds : Chlamydophilosis, Beak and Feather Disease and Avian Polyomavirosis. 8th European AAV Conference.
    Mycobactéries
    - Huynh, M., J.-L. Pingret, A. Nicolier. 2014. Disseminated Mycobacterium genavense Infection in a chinchilla. J Comp Pathol 151(1) : 122-5
    		 Parvovirus des rongeurs
    - Lafon, S., J.-L. Pingret, N. Fiks, C. Médaille et C. Boucraut-Baralon. 2004.Real-Time PCR diagnostic test of rat Parvovirus infections and genetic strain identification - Comparative study with serological patterns. 9th FELASA symposium
    >> Télécharger ce poster
    Transgéniques
    - Lafon, S., J.-L. Pingret, M. Le Roux, V. Turquois, P.J. Ripoll, C. Boucraut-Baralon.2007. Accurate method for determination of transgene copy number using Real-time PCR in rabbits. 10th FELASA symposium
    >> Nous contacter pour obtenir ce poster.
    		 Diagnostic
    - Boucraut-Baralon, C. . 2009. Nouvelle méthode d’investigation, la PCR en dermatologie. Le Nouveau Praticien Vétérinaire canine, féline Juin 2009 : 38-40
    - Boucraut-Baralon, C. . 2009. La PCR : Choix et réalisation des prélèvements, interprétation des résultats. PratiqueVet 44 : 42-45
    - Boucraut-Baralon, C. . 2008. La PCR : Intérêt, limites et principales indications. PratiqueVet 43 : 670-673
    - Boucraut-Baralon, C. . 2006. L’apport des techniques de biologie dans le diagnostic des maladies infectieuses. Le Nouveau Praticien Vétérinaire canine, féline Hors-série 2006 : 83-87
    - Boucraut-Baralon, C. . 2002. La PCR ou amplification génique. Prat Méd Chir Anim Comp 37 : 303-304
    - Boucraut-Baralon, C. . 2001. Diagnostic moléculaire - Les techniques PCR et la recherche d’agents pathogènes. Le Nouveau Praticien Vétérinaire Novembre-Décembre-Janvier 2001 : 63-66
    - Boucraut-Baralon, C. . 2001. La PCR, un nouvel outil pour le diagnostic des maladies infectieuses chez le chien. Prat Méd Chir Anim Comp 36 : 515-521
    - Boucraut-Baralon, C. . 2001. Diagnostic - Le western blot ou "immunoblotting". Février-Mai 2001 : 70-72
    - Trumel, C., C. Boucraut-Baralon. 2001. Analyse et commentaires - Interprétation de la cytologie du lavage bronchoalvéolaire. Le Nouveau Praticien Vétérinaire Novembre-Décembre-Janvier 2001 : 51-52

    Collaborations scientifiques

    		 Cancérologie
    - Lanore, D., D. Rivière, C. Delprat. 2010. Suspicion de piroplasmose chez un bouvier bernois : un diagnostic de sarcome hystiocytaire. L’essentiel 167 24-28.
    - Lanore, D., D.Rivière. 2010. Bilan d’extension du mastocytome cutané canin ; la chimiothérapie est indiquée lors de stade 2. La semaine vétérinaire 1396 32-33.
    Leishmaniose
    - Collignon, C., A. Zahra, L. Guenego, R. Gautier, A. Madelenat. 2009. Pratique médicale et chirurgicale de l’animal de compagnie 44 27-34
    Pathogènes entéritiques
    - Solano-Gallego, L., L. Kidd, M. Trotta, M. Di Marco, M. Caldin, T. Furlanello, E. Breitschwerdt. 2006. Emerging Infectious Diseases Vol 12 (12) : 1985
    		 Hémobartonelles
    - Beaufils, J-P.. 2012. Anémie hémolytique chez un chien infecté par Mycoplasma haemocanis. Pratique médicale et chirurgicale de l’animal de compagnie 47 43-47

  • Etude Scanelis : prévalence du H1N1 chez le chat en France

    Référence de l’article publié par Scanelis, présentant les résultats de l’étude épidémiologique du H1N1 chez les chats en France :

    Vet Rec. 2010 Mar 6 ;166(10):307. Epidemiological survey of H1N1 influenza virus in cats in France.
    Pingret JL, Rivière D, Lafon S, Etiévant M, Boucraut-Baralon C.

    sur simple demande à contact@scanelis.com, nous aurons le plaisir de vous faire parvenir le fichier PDF de cet article.

    Cependant, un cas a été décrit en France fin 2009 (Annonce AFP du Directeur Général de la Santé, Didier Houssin, le 7/12/09 ; mention dans une annonce ProMed du 11/12/09 : INFLUENZA PANDEMIC (H1N1) 2009, ANIMAL (37) - USA (OREGON, CALIFORNIA) FELINE ; article dans la Semaine Vétérinaire n°1385 du 18 décembre 2009, page 16).

  • Etude Scanelis : toux de chenil

    Le laboratoire Scanelis a mené une étude rétrospective sur la prévalence de Bordetella bronchiseptica (Bb), de l’adénovirus canin type II ou adénovirus respiratoire (Cav2) et du pararainfluenza canin (Cpi) dans le syndrome Toux de chenil ou trachéobronchite infectieuse.

    138 chiens présentant des signes cliniques évocateurs de Toux de chenil ont été inclus dans cette étude. Des échantillons biologiques de nature variée (cellules oropharyngées, nasales et/ou conjonctivales, liquide bronchoalévolaire ou organes) reçus entre 2001 et 2005 au laboratoire Scanelis ont été analysés par PCR en temps réel pour la détection et la quantification des 3 agents pathogènes précédemment cités.

    Les agents pathogènes recherchés ont été considérés comme impliqués dans les signes cliniques observés lorsque les charges virales ou bactériennes étaient significatives.
    Au contraire les faibles charges ont été comptabilisées dans la catégorie "Trace vaccinale" ou "Portage asymptomatique" selon l’historique vaccinal de l’animal (date et type de vaccin utilisé).
    Ces 2 catégories ont été regroupées dans le tableau ci-dessous :

    Prévalence de Bordetella bronchiseptica (Bb), de l’adénovirus canin type II ou adénovirus respiratoire (Cav2) et du pararainfluenza canin (Cpi) dans le syndrome Toux de chenil

    Agent(s) pathogène(s) Animaux positifs Prévalence
    Bordetella bronchiseptica 42 30,4 %
    Adénovirus canin type II 4 2,9 %
    Parainfluenza canin 2 1,4 %
    Bordetella bronchiseptica ET Adénovirus canin type II 3 2,2 %
    Bordetella bronchiseptica ET Parainfluenza canin 5 3,6 %
    Bordetella bronchiseptica, Adénovirus canin type II ET Parainfluenza canin 1 0,7 %
    Trace vaccinale ou portage asymptomatique d’un ou plusieurs de ces agents 31 22,5 %
    Aucun de ces 3 agents 50 36,2 %
    TOTAL 142
    • Dans plus de 40 % des cas, au moins un des 3 agents pathogènes d’intérêt peut être considéré comme impliqué dans les signes cliniques observés.
    • Dans 5,8 % des cas 2 agents expliquent les symptômes et chez un chien Bordetella bronchiseptica, l’adénovirus canin type II et le Parainfluenza canin ont été détectés en quantités significatives.

    Prévalence individuelle de Bordetella bronchiseptica (Bb), de l’adénovirus canin type II ou adénovirus respiratoire (Cav2) et du pararainfluenza canin (Cpi) dans le syndrome Toux de chenil

    Agent(s) pathogène(s) Animaux positifs (charge significative) Prévalence
    Bordetella bronchiseptica 51 37,0 %
    Adénovirus canin type II 8 5,8 %
    Parainfluenza canin 8 5,8 %

    De ces 3 agents, Bordetella bronchiseptica est le plus fréquemment impliqué dans les signes cliniques de Toux de chenil. Les deux virus (adénovirus respiratoire et parainfluenza canin) ont une prévalence beaucoup plus faible mais identique.

    Prévalence de Bordetella bronchiseptica selon l’âge des animaux suspects de Toux de chenil

    Chiens de moins de 6 mois Chiens de plus de 6 mois
    Négatif 48 (45,7 %) 25 (86,2 %)
    Charge significative de Bb 47 (44,8 %) 1 (3,4 %)
    Trace vaccinale ou portage asymptomatique 10 (9,5 %) 3 (10,3 %)

    Chez près d’1 chien sur 2 suspect de Toux de chenil de moins de 6 mois, Bordetella bronchiseptica est impliquée dans les signes cliniques observés. Au contraire, la bactérie est rarement mise en cause dans le syndrome Toux de chenil chez les chiens de plus de 6 mois (1/29).

    D’autres agents infectieux sont décrits comme pouvant être impliqués dans le complexe Toux de chenil (Herpèsvirus canin, Coronavirus, virus de la maladie de Carré...). La prévalence de ces virus fera l’objet d’une prochaine étude.

  • Etude Scanelis : méningite leishmanienne

    Cas clinique : Méningite leishmanienne, à propos de 3 cas
    S. CATHELAND (1) , D. RIVIERE (2), C. TRUMEL (3)
    (1) Clinique vétérinaire Cabassu, 12 avenue du Prado, 13010 Marseille, Tel : 04 91 37 16 30, catheland@wanadoo.fr
    (2) Laboratoire SCANELIS, Allée Charles Cros, 31770 Colomiers, Tel : 05 34 50 50 90, delphine.riviere@scanelis.com
    (3) Laboratoire central des cliniques, Ecole Nationale Vétérinaire, 23 chemin des Capelles, 31300 Toulouse, c.trumel@envt.fr

    Trois chiennes, Dora épagneul breton de 1,5 ans, Missi et Vanka, deux Border collie respectivement de 5 et 9 ans sont référées en consultation de neurologie à la clinique Cabassu. Dora est présentée pour syndrome algique récidivant, Missi pour hyperthermie et douleurs, Vanka pour tétraparésie.

    Le jour de la consultation, Dora ne présente aucune anomalie clinique. Missi présente des douleurs en région thoraco-lombaire et Vanka est tétraparétique.

    Des examens tomodensitométriques sont réalisés sur les 3 chiennes. Une adénomégalie abdominale discrète est visualisée pour Missi et Dora. Une méningite est suspectée pour Vanka par renforcement des contours méningés. Des ponctions de liquide cérébro-spinal (LCS) sont réalisées. Les analyses cytologiques révèlent une pleiocytose correspondant à un infiltrat inflammatoire de cellules mononucléées mixte (macrophages et cellules lymphoïdes) ou exclusivement macrophagique pour Missi. Les analyses PCR maladie de Carré, toxoplasmose, neosporose, ehrlichiose et leishmaniose sont demandées. Les tests sont uniquement positifs en leishmaniose pour les 3 LCS. En revanche, les tests sérologiques sur sang sont négatifs pour Dora et Missi (non réalisé chez Vanka).

    Un traitement associant prednisolone (1mg/kg/j/5 à 10 jours puis CJA), antimoniate de méglumine (Glucantime®, 100mg/kg/28j) et allopurinol (Zyloric®, 10mg/kg/bid) est mis en place. Une amélioration de l’état général est visible rapidement chez les 3 patients. Une analyse PCR sur LCS est à nouveau réalisée pour un des 3 chiens, 8 jours après le début du traitement mais avec arrêt des corticoïdes depuis 4 jours. Le résultat est négatif. Parallèlement, la cytologie de ce LCS ne montre plus qu’une très légère inflammation granulomateuse avec une nette diminution de la cellularité. (Annexe 1).

    Le premier cas de méningite leishmanienne chez le chien a été publié en 1996, depuis les cas décrits sont peu nombreux et concernent surtout le Brésil avec Leishmania chagasi. L’observation de troubles neurologiques concerne moins de 5% des chiens leishmaniens. L. chagasi et infantum ont été retrouvées dans l’encéphale de chiens atteints de leishmaniose viscérale. Les amastigotes semblent s’infiltrer principalement via les jonctions communicantes des plexus choroïdes et de la leptoméninge mais aussi via les capillaires fenêtrés des organes circumventriculaires qui ne possèdent pas de barrière hémato-encéphalique. Cependant, les analyses immunohistochimiques ne mettent pas toujours en évidence la présence de leishmanies dans l’encéphale de chiens présentant des signes neurologiques. Des fragments de leishmanies ou des protéines intracellulaires habituellement non sécrétées, dont l’existence a été démontrée dans des publications récentes, peuvent suffire à engendrer une réponse immunitaire à dominante LT CD3 dans le LCS. L’interrogation demeure sur les charges très faibles de leishmanies détectées par la PCR : les variations de quantités de leishmanies détectées par PCR sont-elles liées à la fois à la quantité et à la qualité des cellules inflammatoires infiltrant le LCS (lymphocytes versus macrophages) ?

    Seule l’analyse du LCS permet pour ces trois cas de mettre en évidence la présence de leishmanies. En effet, la cytologie oriente vers un processus inflammatoire et la PCR quantitative permet d’identifier le pathogène. L’ensemble des résultats des examens complémentaires associés à la très bonne réponse au traitement permet d’orienter le diagnostic vers une méningite leishmanienne.

    Cependant, des études sur un plus grand nombre de cas permettraient peut-être de comprendre la pathogénie de ces formes séquestrées. De plus, il serait intéressant de mener des études comparatives sur des chiens ne vivant pas en zone endémique afin d’éviter le biais de portage asymptomatique.

    Annexe 1

    Epagneul breton Dora Border collie Missi Border collie Vanka
    Cytologie LCS Cellularité : 350 /µl - Macrophages lymphocytes 72% - GNN 28% Cellularité : 45 /µl - Macrophages 98% - GNN 2% Cellularité : 3600 /µl - Macrophages 51% - Lymphocytes 47% - GNN 2%
    PCR avant traitement LCS : Charge très faible (CTF) LCS : CTF LCS : CTF - MO : CTF
    PCR après début traitement Sang : CTF - LCS : négatif - NL périphérique : négatif - MO : négatif LCS ponctionné dans les jours à venir
    Réponse au traitement Très bonne Très bonne Très bonne

  • Etude Scanelis : PIF ou typhus ?

    Courtes Communications congrès AFVAC-FECAVA 2009 et congrès ECVIM 2010 (Delphine Rivière, Scanelis)

    Le parvovirus et le coronavirus sont deux virus responsables respectivement chez le chat, de la panleucopénie féline (communément appelé typhus) et de la péritonite infectieuse féline (PIF). L’objectif de cette présentation est de montrer que la parvovirose féline doit faire partie au même titre que la PIF du diagnostic différentiel des épanchements abdominaux macroscopiquement jaune citrin chez le jeune chat.

    Matériel et méthode

    Une analyse parvovirus par PCR quantitative est réalisée sur des épanchements abdominaux macroscopiquement jaune citrin et prélevés sur des patients suspects de PIF. Les analyses coronavirus réalisées par la même technique et demandées en première intention par les vétérinaires étaient négatives ou très faiblement positives.

    Résultats

    • Epidémiologie : Sacré de Birmanie mâle de 8 mois, Européen femelle de 3 mois, Européen femelle de 6 mois, Européen mâle de 2 mois.
    • Symptômes généraux : abattement, troubles digestifs (vomissement, diarrhée parfois hémorragique), hypo ou hyperthermie, troubles nerveux (ataxie).
    • Diagnostic par PCR : les analyses PCR en temps réel mettent en évidence sur les 4 épanchements des charges élevées en parvovirus de l’ordre de 106 à 108 copies de virus par mL d’épanchement. Parallèlement, les quantités en coronavirus sont très faibles (1 chat sur 4) ou inférieures au seuil de détection (111 copies de séquence cible par analyse).
      Les analyses PCR réalisées également pour 2 des chats sur des écouvillons rectaux confirment la parvovirose, avec des charges élevées en parvovirus (de l’ordre de 108 à 1010 copies de virus par prélèvement).

    Discussion

    L’aspect macroscopique jaune citrin avec présence ou non de fibrine d’un épanchement abdominal, associé à un contexte épidémiologique en faveur (chaton d’élevage, certaines races dont les Sacrés de Birmanie…) est évocateur chez le chaton d’une forme humide de PIF. Cependant une parvovirose (typhus du chat) peut entrainer les mêmes signes cliniques.
    Ces cas permettent également d’illustrer l’intérêt de la PCR en temps réel par rapport à la PCR classique. En effet, un résultat qualitativement positif en coronavirus sur un épanchement abdominal, même dans un contexte de forte suspicion clinique n’est pas pathognomonique de PIF. La détection d’une faible quantité de virus par la méthode de la PCR quantitative permet de mettre en doute l’hypothèse de PIF et amène donc à rechercher une autre cause.

    Conclusion

    La panleucopénie féline est loin d’être rare et doit être suspectée sur des animaux dont le statut vaccinal est inconnu ou incomplet. Son diagnostic est d’autant plus important que le risque de contamination, les traitements et le pronostic sont différents pour ces deux maladies.

  • Etude Scanelis : sur les traces de la PIF

    Conférence AFVAC 2008, Strasbourg (Corine Boucraut-Baralon, Scanelis)

    L’infection par les coronavirus félins est aujourd’hui très répandue dans les collectivités félines. Si répandue même que beaucoup d’éleveurs se posent des questions quant à l’intérêt de son dépistage par rapport au risque réel - assez faible, de voir apparaître des cas de Péritonite Infectieuse Féline (PIF), dans la mesure où aucune méthode de dépistage n’a de valeur prédictive sur le devenir de l’infection et que le coût de ce dépistage n’est pas négligeable.
    Cependant, ce nombre de cas de PIF, même s’il représente un faible pourcentage des chats infectés par des coronavirus, est en augmentation constante et il est toujours très difficile de gérer pour un éleveur le diagnostic de la maladie chez un de ses chatons, que ce soit chez lui ou plus souvent dans les semaines ou les mois qui suivent la vente.
    Les cas de PIF vont apparaître chez des animaux qui ont été infectés par un coronavirus entéritique banal, souvent dans les semaines qui suivent la naissance (une infection massive étant probablement un facteur de risque important). Cette infection est un facteur nécessaire mais pas suffisant : le stress est également un facteur majeur tout comme la susceptibilité individuelle (prédisposition génétique fortement suspectée). L’hypothèse scientifique la plus fréquemment avancée est que les coronavirus dits « entéritiques » (encore trouvé sous la dénomination FECV dans la littérature anglo-saxonne) pas ou très peu pathogènes peuvent subir des modifications génétiques qui auront pour conséquence l’apparition de virus hautement pathogènes (FIPV), capables de se répliquer à un niveau élevé dans les monocytes et macrophages et de provoquer l’apparition de lésions très caractéristiques dans certains organes.

    Pathogénie de l’infection

    Classiquement on distingue deux biotypes du virus : les coronavirus entéritiques qui infectent principalement les cellules épithéliales du tube digestif, qui sont peu ou pas pathogènes et les coronavirus pathogènes responsables de la péritonite infectieuse féline qui provoquent une infection systémique et se répliquent principalement dans les monocytes sanguins et les macrophages.
    Cette dichotomie est assez théorique puisque les coronavirus qualifiés d’entéritiques sont également responsables d’infections systémiques même si leur réplication dans les monocytes et macrophages est limitée.
    Après une primo-infection, un pic d’excrétion virale est observé dans les fèces une semaine après une infection des chats SPF (Specific pathogen free) par voie fécale-orale (souche entéritique administrée par voie orale).
    Ces animaux restent asymptomatiques ou présentent une diarrhée transitoire.
    Le niveau de portage est plus élevé chez les chatons que chez les chats adultes et reste élevé pendant 2 à 10 mois. Puis trois profils sont observés en fonction des animaux :

    • un portage persistant (au minimum 9 mois) : le virus est excrété en quantité importante et de façon quasi continue
    • un portage intermittent : le niveau d’excrétion est moindre et il y a une alternance entre phases d’excrétion et phases de non excrétion
    • un portage transitoire : les animaux cessent totalement d’excréter le virus au bout de 5 à 19 mois, le niveau d’excrétion est plus faible que dans les deux catégories précédentes.

    Lorsque ces chats sont ré-infectés, s’ils excrétaient le virus à ce moment là, il n’y a aucun changement dans le niveau d’excrétion et si ils n’excrétaient plus, tout se passe comment lors de la première infection.
    Dans la population de chat étudiée, il n’a été observé aucun effet de la gestation, de la lactation ou d’un traitement par les corticoïdes sur le niveau d’excrétion ou l’excrétion chez des chats n’excrétant plus.
    Source : Pedersen NC et al, 2008, Pathogenesis of the feline enteritic coronavirus excretion, Journal of feline Medicine and Surgery, 10, 529-541.
    Une des questions les plus délicates sur la pathogénie de cette maladie concerne les mécanismes permettant d’expliquer pourquoi un virus pas ou peu pathogène peut être à l’origine d’une maladie mortelle chez certains animaux.
    Une modification du tropisme du virus a été mise en cause, probablement liée à l’apparition de mutations sur le génome du virus. Cependant certaines de ces mutations caractérisées il y a quelques années ne se sont pas avérées spécifiques des souches pathogènes du virus et ont pu être mises en évidence sur des virus hébergés par des animaux totalement asymptomatiques. Plus qu’un changement radical de tropisme (sensibilité particulière des monocytes et macrophages), c’est plutôt une différence dans le niveau de réplication du virus dans les cellules macrophagiques qui est observée. En effet les quantités de virus retrouvés dans les tissus des animaux malades sont très supérieures à celles que l’on retrouve chez des animaux sains.
    A l’heure actuelle, il n’y a donc pas de preuve formelle de l’existence de ces mutations bien que cette explication soit la plus probable.
    Par ailleurs, en parallèle de cette modification de tropisme cellulaire, la réponse immunitaire de l’animal semble inadaptée puisque les cellules infectées ne sont pas détruites par le système immunitaire. Ainsi il a été démontré que des cellules macrophagiques infectées par le virus internalisent les antigènes viraux en présence d’anticorps spécifiques, et ne sont pas reconnues comme infectées par le système immunitaire. Ce phénomène semble spécifique à ce type cellulaire et pourrait expliquer au moins en partie le phénomène d’échappement du virus vis-à-vis du SI, la longue durée d’incubation et la persistance de l’infection.
    Le risque de voir la maladie apparaître chez un chat infecté est assez faible et augmente avec la taille de l’effectif dans lequel l’animal évolue (entre 5 et 15% des animaux infectés vont développer la maladie). Les autres facteurs de risque sont le stress (également lié à la taille de l’effectif mais également chirurgie, changement de propriétaire, saillie, exposition…) qui est un élément déclenchant majeur.
    En revanche il n’existe pas de test prédictif permettant de détecter parmi les animaux infectés ceux qui vont développer la maladie. Le risque semble maximal dans les 6 mois qui suivent la primo-infection (sur 100 cas de PIF humide, 70% concernent des animaux d’un an ou moins d’un an, source Scanelis).
    Par ailleurs la maladie en elle-même n’est pas ou très peu contagieuse.

    Dépistage et diagnostic : un problème complexe

    Le dépistage (collectif ou individuel) permet de savoir si un effectif est contaminé ou non par le coronavirus. Si le dépistage révèle une absence d’infection (cas de faibles effectifs en particulier), il est important pour l’éleveur de maintenir ce statut et donc d’éviter tout contact avec des animaux porteurs de coronavirus mais également d’alerter les acheteurs sur le risque encouru par un animal négatif qui serait mis en contact d’animaux excréteurs de coronavirus. De nombreux cas de PIF sont décrits chez ces animaux qui, après une primo-infection par un coronavirus entéritique banal et à la faveur d’un stress (changement de milieu par exemple), vont développer souvent rapidement la maladie, pouvant faire penser qu’il vaut finalement mieux vivre avec du coronavirus dans son élevage plutôt que sans.
    Si l’effectif est contaminé (c’est-à-dire dans la plupart des cas), il est possible de limiter la circulation de virus en groupant les animaux en fonction de leur statut. Le dépistage des reproducteurs en particulier, bien que coûteux, permet de connaître le statut individuel de chaque animal et en particulier

    • d’isoler les animaux fortement excréteurs et les excréteurs chroniques (et surtout éviter le contact avec de très jeunes animaux)
    • de sélectionner les animaux plutôt résistants à l’infection (animaux séronégatifs ou excrétant pas ou peu de virus alors qu’ils vivent au contact d’animaux fortement contaminés).
      Ce dépistage paraît nécessaire au moins dans les effectifs où plusieurs cas de PIF ont été signalés (importance du diagnostic de certitude de ces cas de PIF). La pression infectieuse est en général élevée dans ces collectivités. De plus certaines lignées semblent prédisposées génétiquement.
      De façon générale, le dépistage est également important pour gérer l’introduction d’un nouvel animal dans l’effectif ou les saillies extérieures qui sont deux facteurs de risque d’introduction du virus.

    Les moyens du dépistage
    Deux grands types de moyens sont disponibles. Ils sont complémentaires.
    - Méthodes indirectes
    La sérologie permet de détecter la présence d’anticorps dirigés contre les coronavirus quels qu’ils soient. Un animal infecté se positive en 15 jours à 1 mois après l’infection la plupart du temps. L’excrétion du virus précède la séroconversion. Quelques cas d’absence de séroconversion sur le long terme ont cependant été décrits chez des animaux infectés et porteurs de virus.
    En France, de nombreux tests sont mis à disposition des vétérinaires pour ce dépistage :
    * Tests rapides d’immuno-migration (tests qualitatifs). A noter que la dénomination de test PIF a été abandonnée. Le seul test commercialisé à l’heure actuelle (et à compter du mois de Décembre 2008) est le ®Speed F coronavirus de Biovetotest.
    * Immunofluorescence (tests quantitatifs) : différents laboratoires proposent ce test mais les méthodes varient en fonction des laboratoires
    * ELISA (tests quantitatifs ou qualitatifs selon les labos) : là encore les méthodes diffèrent en fonction du laboratoire.
    Il est très difficile voire impossible de comparer les résultats venant de différents laboratoires, tout particulièrement les résultats quantitatifs, y compris si ils ont été obtenus avec la même technique. Même les seuils de positivité peuvent varier (un titre considéré comme faiblement positif dans un labo peut être considéré comme négatif dans un autre). Les résultats obtenus dans les études publiées sont également difficilement transposables pour les mêmes raisons.
    Le test d’immuno-migration est légèrement moins sensible que les tests effectués en laboratoire et la méthode ELISA est la plus sensible.
    Ces méthodes ont l’avantage d’être peu coûteuses et sont intéressantes pour évaluer l’infection dans une collectivité. Cependant elles ne permettent pas de connaître avec précision le statut d’excréteur de l’animal et en particulier de détecter les excréteurs chroniques, dont les titres sérologiques ne sont pas toujours différents de certains chats porteurs transitoires. Des animaux ayant éliminé le virus peuvent ainsi rester séropositifs plusieurs semaines voire plusieurs mois, de même que des animaux récemment contaminés peuvent être séronégatifs. Lors de contamination expérimentale ou naturelle, il a été montré que certains animaux ne présentent pas de séroconversion alors qu’ils excrètent du virus. Il existe cependant globalement une corrélation entre la séropositivité et l’excrétion virale. Même si il semble exister une corrélation entre le titre en anticorps et la persistance de l’infection, il n’est pas possible de déterminer précisément le statut d’excréteur d’un animal sur la base d’un résultat sérologique isolé. Certains animaux avec des titres élevés peuvent après isolement voir leur titre en anticorps baisser fortement alors que d’autres, infectés chroniques, présentent toujours des titres élevés après séparation. Il est donc difficile de corréler la quantité de virus excrété et le titre sérologique, surtout au vu de la multitude des tests pratiqués en France. D’où l’intérêt des méthodes de détection directe du virus.

    - Méthodes directes
    Afin de déterminer le statut individuel d’un animal, il est possible de rechercher directement par PCR (RT-PCR) le génome des coronavirus dans les fèces. Cette méthode est très sensible et permet donc de détecter de très faibles quantités de virus. Une information qualitative présente un intérêt limité sur une analyse ponctuelle dans la mesure où beaucoup d’animaux sont positifs, certains pouvant excréter des quantités très importantes de virus (jusqu’à 1016 particules virales dans un écouvillon rectal) et d’autres très peu. Pour confirmer qu’un chat détecté positif auparavant, n’excrète plus de virus, il est nécessaire d’obtenir plusieurs résultats négatifs sur quelques semaines. Pour évaluer le statut d’excréteur chronique, il faut donc renouveler les analyses sur plusieurs mois, ce qui est difficilement réalisable en pratique étant donné le coût. Des méthodes quantitatives ont été développées (real-time RT-PCR), permettant de déterminer le niveau d’excrétion du virus dans les fèces. Plusieurs études ont montré une corrélation entre la charge virale excrétée et la fréquence de l’excrétion, les animaux excréteurs chroniques étant également ceux qui excrètent les quantités les plus importantes de virus en permanence. Sur le plan épidémiologique, ces animaux sont donc particulièrement dangereux. Dans un effectif, les excréteurs chroniques représentent souvent un très faible pourcentage des animaux, il est donc assez simple une fois qu’ils ont été détectés de les isoler et de les exclure de la reproduction. Pour déterminer le statut d’excréteur chronique d’un chat adulte, il est recommandé de tester l’animal une première fois et si la charge virale est importante, de le tester à nouveau 1 à 3 mois plus tard. Si la charge n’a pas évolué, il est probable que l’animal soit un excréteur chronique. Ces analyses sont réalisées par PCR en temps réel.
    En revanche, la réalisation d’analyses PCR quantitatives chez de très jeunes animaux (chez lesquels la primo-infection est récente) n’apportera pas nécessairement des informations très pertinentes car chez ces animaux, les charges virales lors de primo-infection sont plus importantes que celles que l’on peut retrouver sur des adultes et elles peuvent évoluer rapidement. Une charge virale très élevée à 2 ou 3 mois n’a pas de valeur prédictive sur l’apparition de la maladie, ni même sur le statut futur de porteur chronique.
    La méthode de détection des antigènes sur biopsies ou organes est réservée au diagnostic de la maladie et est encore peu utilisée en France.

    Pratique du dépistage et conduite d’élevage

    La conduite d’élevage et les mesures préventives sont évidemment très importantes. Le dépistage n’est qu’un outil qui permet de prendre les décisions et de mettre en œuvre les mesures les plus adaptées à la situation épidémiologique d’un élevage mais également de vérifier l’efficacité de ces mesures.
    Par exemple la pratique du sevrage précoce donne des résultats assez contradictoires en fonction des études. Il semble que le sevrage précoce soit plus efficace dans les petits effectifs (moins de 6 chats) et lorsque la pression infectieuse est faible. Ainsi des mesures de sevrage précoce qui peuvent être très efficaces dans un élevage ne le seront pas forcément dans un autre (d’après certaines études, en milieu très infecté les chatons peuvent se contaminer à 2 semaines, notamment si ils naissent de mères porteuses chroniques). Il est donc intéressant de vérifier l’efficacité du sevrage précoce en réalisant des tests sérologiques (à 3 mois les chatons doivent être séronégatifs) et éventuellement des tests RT-PCR.
    Connaître le statut de son élevage vis-à-vis du coronavirus (sérologies régulières, RT-PCR quantitatives) peut donc être utile pour hiérarchiser les priorités. En effectif très contaminé et notamment si des cas de PIF ont été diagnostiqués, il peut être très efficace de séparer, voire de sortir de l’élevage les quelques animaux excréteurs chroniques (en général 10-15% de l’effectif) afin de limiter la pression infectieuse. Si le niveau de contamination est globalement faible, il est nécessaire de surveiller tout particulièrement les nouvelles introductions.
    Les tests présentent tout leur intérêt pour l’introduction d’un nouvel animal dans un effectif. Celui-ci devrait être isolé pendant au minimum 1 mois et deux tests sérologiques devraient être réalisés en début et fin de quarantaine pour s’assurer du statut négatif de l’animal. Si l’élevage est négatif, il est important de vérifier l’absence d’excrétion virale par RT-PCR. Si un animal positif doit être introduit dans un effectif déjà contaminé, le niveau d’excrétion de cet animal doit être évalué afin d’apprécier le risque d’introduction. Ce qui est difficile en pratique pour les animaux introduits très jeunes.
    Les recherches de virus dans le sang par RT-PCR n’ont aucun intérêt en dépistage. En effet beaucoup d’animaux porteurs de coronavirus seront négatifs dans le sang, en particulier les adultes. Par ailleurs un résultat positif n’est pas un facteur prédictif de l’apparition de la maladie.

    Intérêts des tests sérologiques et virologiques pour le diagnostic de la PIF

    Ces tests de dépistage n’étant pas spécifiques des FIPV, il n’est pas recommandé de les utiliser en première intention. Cependant lorsque les éléments cliniques, hématologiques et biochimiques sont très en faveur d’une PIF ou lorsque l’examen histopathologique ne permet pas de conclure avec certitude, la RT-PCR peut apporter des informations complémentaires pertinentes (notamment recherche du virus dans certains organes comme foie ou rein ou dans les liquides d’épanchement).
    La sérologie est très peu informative en raison du risque de faux positif liée à une infection par les coronavirus entéritiques bénins (cas des chats vivants en collectivité en particulier) et du risque de faux négatif (dans les formes humides notamment). Seuls des titres sérologiques très élevés sur des chats de particuliers peuvent être considérés comme ayant une valeur diagnostique. L’intérêt de la RT-PCR est assez controversé car cet examen est considéré comme trop sensible et à l’origine de nombreux faux positifs. Les études réalisées difficilement comparables car utilisant des méthodes différentes donnent des résultats assez contradictoires.
    Il apparaît qu’une fois encore, la RT-PCR quantitative est plus intéressante que la RT-PCR conventionnelle puisqu’elle permet d’interpréter le résultat de façon plus fine.
    Dans les formes humides, la présence de quantités importantes de virus dans le liquide d’épanchement a une bonne valeur diagnostique alors qu’une faible charge virale peut être rencontrée dans certaines pathologies inflammatoires comme les pancréatites, certaines cholangio-hépatites ou encore certaines formes de panleucopénie.
    Dans les formes sèches « localisées » comme les formes nerveuses ou oculaires, le virus sera recherché préférentiellement dans le LCR ou l’humeur aqueuse.
    Dans les autres formes sèches, la recherche du virus dans le sang total prélevé au moment des pics d’hyperthermie, surtout si elle est associée à une recherche quantitative dans les fèces est très informative. Car même si de faibles quantités de virus peuvent être retrouvées dans le sang de certains animaux porteurs de coronavirus en particulier au moment de la primo-infection, la virémie est plus importante lors de PIF. De plus dans le premier cas, les charges fécales sont extrêmement élevées, ce qui n’est pas le cas lors de PIF.
    Dans une étude récente réalisée à l’université d’Utrecht, la sensibilité de la RT-PCR sur les cellules sanguines a été évaluée à 93% (méthode de référence : examen anatomo-pathologique). Dans une étude sur 35 cas confirmés par l’examen anatomo-pathologique réalisée chez Scanelis, la sensibilité était de 94%. Plusieurs études sur des populations importantes d’animaux asymptomatiques ou atteints de PIF ont montré que la spécificité diagnostique de l’analyse est supérieure ou égale à 94% selon le test utilisé.
    La recherche du virus peut également être réalisée sur des biopsies de rein ou de foie, une charge virale importante est en effet retrouvée dans ces organes chez les animaux développant une PIF. Sur ces organes, la recherche d’antigènes est considérée comme une méthode de référence car très spécifique (mais cependant peu sensible).
    La PCR peut donc s’avérer un outil très intéressant pour confirmer un diagnostic de PIF mais son utilisation n’exclue pas une démarche diagnostique rigoureuse, qui peut permettre souvent d’exclure la PIF sans avoir recours à cet examen complémentaire. Il est important également d’utiliser des tests RT-PCR parfaitement validés afin de s’assurer que la spécificité et la sensibilité sont optimales sur les prélèvements analysés, ces paramètres varient en effet beaucoup avec le test et le volume de prélèvement analysé.
    Le dépistage de l’infection par les coronavirus est un sujet difficile. Quel outil, à quel moment et à quelle fréquence sont des questions récurrentes auxquelles il n’est pas facile de répondre de façon univoque. Le contexte épidémiologique (taille de l’élevage, cas de PIF, possibilité de séparer les animaux) mais également l’évaluation du rapport coût – bénéfice, très difficile à apprécier, sont autant de facteurs qui entrent en jeu dans la stratégie de prévention de la PIF.
    Cette prévention passe avant tout par la recherche et l’isolement des porteurs chroniques de virus, peu nombreux, qui jouent un rôle majeur dans la transmission de l’infection aux jeunes et donc constitue un facteur de risque important d’apparition de cas de PIF. La méthode de RT-PCR quantitative permet de rechercher ces porteurs chroniques avec des protocoles moins lourds que la RT-PCR conventionnelle.
    Mais les analyses ne font pas tout, elles doivent être accompagnées de mesures visant à limiter la source non animale de virus, constituée essentiellement par les litières qui doivent être nombreuses, nettoyées et désinfectées très régulièrement.

    Quelques références bibliographiques récentes pour en savoir plus

    + d’infos sur le diagnostic de coronavirose féline par RT-PCR en temps réel

  • Etude Scanelis : diagnostic de la maladie aléoutienne chez le furet par PCR en temps réel

    Courte Communication AFVAC-FECAVA 2009 (S. LAFON, Scanelis)

    Introduction

    La maladie aléoutienne est causée par un parvovirus, l’Aleutian Disease Virus (ADV).
    Chez le furet, l’infection à ADV provoque la formation de complexes immuns qui peuvent causer des défaillances organiques multiples exprimées par une maladie chronique débilitante et/ou des signes neurologiques. Les signes sont donc non spécifiques de la maladie.
    Selon la littérature, l’infection peut également être asymptomatique.
    Pour répondre à la demande croissante de diagnostic de l’infection par l’ADV chez le furet, le laboratoire Scanelis a développé un test de PCR en temps réel permettant la détection directe de l’agent pathogène.

    Matériel et Méthodes

    Une étude a été réalisée sur des échantillons prélevés sur 179 furets, reçus au laboratoire Scanelis (sang, LCR, organes et écouvillons rectaux).
    Ont été testés par PCR en temps réel ADV :
    - 89 furets malades, suspects de différentes pathologies infectieuses (Maladie de Carré, Toxoplasmose, Néosporose, Mycobactériose), pour lesquels les recherches correspondantes étaient négatives,
    - 28 furets atteints de maladie de Carré (diagnostic par PCR en temps réel, Scanelis), dont 6 avec des troubles neurologiques
    - 54 furets sans commémoratifs cliniques,
    - 13 furets sains.

    Résultats

    Seize des 89 furets présentant des signes cliniques et négatifs aux tests initialement demandés, étaient positifs en PCR ADV : 8 présentaient des symptômes neurologiques et 5 des signes généraux (3 sans information).
    Etaient négatifs au test PCR en temps réel ADV :
    - 32 furets atteints de troubles neurologiques (et négatifs aux tests initialement demandés),
    - les 28 furets atteints de maladie de Carré,
    - les 54 furets au statut clinique inconnu,
    - les 13 furets asymptomatiques.

    Discussion

    Huit des 46 furets atteints de signes neurologiques étaient positifs au test PCR ADV, permettant d’estimer la prévalence et le rôle de cet agent pathogène dans ces pathologies.
    La maladie aléoutienne doit donc faire partie du diagnostic différentiel des affections à prédominance neurologique chez le furet.

    Chez 28 furets atteints de maladie de Carré, aucune co-infection par l’ADV n’a été mise en évidence.

    Aucune infection à ADV n’a été détectée chez les animaux sains ou au statut clinique inconnu. Ainsi, les données obtenues au cours de cette étude n’ont pas permis de confirmer que le furet peut être infecté par l’ADV sans exprimer de symptômes évoquant la maladie aléoutienne.
    Le seuil de détection de ce test a été évalué selon les recommandations de la Pharmacopée européenne. La sensibilité du test est très bonne et n’est donc pas remise en cause dans l’absence de détection de virus chez les furets asymptomatiques, chez qui, si du portage asymptomatique existe, on peut présumer la présence de très faibles charges virales.

    Ces furets porteurs sains pourraient cependant constituer une source d’infection en collectivité. Il apparaît donc nécessaire de poursuivre ces investigations sur un plus grand nombre d’animaux asymptomatiques.
    Si du portage sain est finalement constaté, la comparaison des charges virales détectées chez les animaux avec et sans signes cliniques devrait souligner l’importance de l’utilisation d’une technique quantitative, telle que la PCR en temps réel, pour l’interprétation du résultat et l’élaboration du diagnostic.

  • Etude Scanelis : affections respiratoires et oculaires félines

    Afin d’étudier la prévalence de l’infection des agents infectieux classiquement impliqués dans les troubles oculo-respiratoires chez le chat, Scanelis a mené une étude durant l’hiver 2009-2010.
    Des analyses systématiques ont été réalisées sur des prélèvements oro-pharyngés ou oculaires sur 98 chats : l’herpèsvirus félin, le calicivirus félin, Chlamydophila felis, Bordetella bronchiseptica et le virus Influenza H1N1 ont été recherchés par PCR en temps réel chez des chats atteints de troubles oculaires et/ou respiratoires aigus.

    Les résultats de cette étude ont été présentés lors du congrès annuel du GEMI qui s’est tenu à Avignon en Avril 2010 :

    Prévalence de l’infection par l’herpèsvirus félin, le calicivirus félin, Chlamydophila felis, Bordetella bronchiseptica et le virus Influenza H1N1 chez des chats atteints de troubles oculaires et/ou respiratoires aigus durant la période hivernale 2009-2010 en France

    C. Boucraut-Baralon, D. Rivière, S. Lafon, M. Etiévant et J.L. Pingret

    Afin d’étudier la prévalence de l’infection des agents infectieux classiquement impliqués dans les troubles oculo-respiratoires chez le chat, des analyses systématiques ont été réalisées sur des prélèvements oro-pharyngés ou oculaires sur 98 chats durant la période s’étendant du 10 Novembre 2009 au 15 Janvier 2010.
    Le choix de cette période a été justifié par le fait qu’elle correspondait en France au pic épidémique de la grippe à influenza H1N1 chez l’homme, ce qui a permis d’étudier en parallèle la fréquence de l’infection dans l’espèce féline dont la sensibilité au virus grippal H1N1 a été prouvée (cas décrits aux USA et en Europe).

    Matériel et Méthodes

    98 échantillons prélevés sur des chats présentant des signes respiratoires et/ou oculaires aigus (moins de 15 jours d’évolution) ont été analysés par PCR ou RT-PCR temps réel pour le FHV (herpèsvirus félin), le FCV (calicivirus félin), Chlamydophila felis, Bordetella bronchiseptica et le virus de la grippe H1N1.

    Résultats

    65% des chats présentant des signes oculaires et/ou respiratoires aigus sont porteurs d’au moins un agent infectieux parmi ceux recherchés. 30% des chats sont porteurs de FHV, 30% sont porteurs de calicivirus, 20% sont porteurs de Chlamydophila et 7% de Bordetella.
    Des co-infections avec au moins deux agents infectieux parmi ceux recherchés sont trouvées chez 30% des chats positifs pour au moins un agent infectieux, les co-infections les plus fréquentes étant les co-infections herpes virus calicivirus (8% des chats positifs pour au moins un agent infectieux). Des coinfections herpèsvirus / calicivirus / Bordetella sont retrouvées chez 3 % des chats.
    La prévalence des infections varie de façon importante en fonction de la nature des signes cliniques : ainsi l’infection par Chlamydophila n’est pas mise en évidence chez les animaux ne présentant pas de signes oculaires mais elle est détectée chez 25% des chats présentant des signes oculaires aigus sans signes respiratoires. L’infection par Bordetella bronchiseptica est toujours associée à la présence de signes respiratoires et les co-infections FHV-FCV sont associées systématiquement à la présence de signes à la fois respiratoires et oculaires. L’infection isolée par le FCV est 3 fois plus fréquente chez les animaux ne présentant que des signes respiratoires par rapport aux animaux ne présentant que des signes oculaires.
    Enfin aucun des chats testés n’était porteur du virus H1N1 ce qui confirme une prévalence probablement très faible de l’infection chez le chat durant le pic épidémique chez l’homme.

    Discussion

    Cette étude confirme l’importance des infections virales dans l’étio-pathogénie des troubles oculaires et respiratoires aigus chez le chat. Chlamydophila felis n’est pas impliquée dans l’étiologie de troubles respiratoires mais cette bactérie est l’agent le plus fréquemment isolé lors de troubles oculaires aigus. Enfin Bordetella bronchiseptica qui est pourtant rarement recherchée chez le chat est détectée chez 7% des animaux (11% des animaux positifs) en association ou non avec les agents viraux. Elle est pourtant associée à des troubles graves et à une mortalité importante chez le chaton et devrait donc être plus fréquemment recherchée.

    A lire à ce sujet

    - Vet Rec. 2005 May 21 ;156(21):669-73. Factors associated with upper respiratory tract disease caused by feline herpesvirus, feline calicivirus, Chlamydophila felis and Bordetella bronchiseptica in cats : experience from 218 European catteries.
    Helps CR, Lait P, Damhuis A, Björnehammar U, Bolta D, Brovida C, Chabanne L, Egberink H, Ferrand G, Fontbonne A, Pennisi MG, Gruffydd-Jones T, Gunn-Moore D, Hartmann K, Lutz H, Malandain E, Möstl K, Stengel C, Harbour DA, Graat EA. University of Bristol, Bristol BS40 5DU.

    A full history of the management practices and the prevalence of upper respiratory tract disease (URTD) at 218 rescue shelters, breeding establishments and private households with five or more cats was recorded. Oropharyngeal and conjunctival swabs and blood samples were taken from 1748 cats. The prevalences of feline herpesvirus (FHV), feline calicivirus (FCV), Chlamydophila felis and Bordetella bronchiseptica were determined by PCR on swab samples. An ELISA was applied to determine the prevalence of antibodies to B. bronchiseptica. The rates of detection by PCR of each pathogen in the cats in catteries with and without ongoing URTD were, respectively, FHV 16 per cent and 8 per cent ; FCV 47 per cent and 29 per cent ; C. felis 10 per cent and 3 per cent ; and B. bronchiseptica 5 per cent and 1.3 per cent ; the seroprevalences of B. bronchiseptica were 61 per cent and 41 per cent, respectively. There was evidence that FHV, FCV and B. bronchiseptica played a role in URTD. The risk factors associated with the disease were less than excellent hygiene, contact with dogs with URTD, and larger numbers of cats in the cattery or household.

    - Site de l’ABCD (European Advisory Board on Cat Diseases)

  • Etude Scanelis : uvéites félines d’origine virale

    Les uvéites félines : prévalence de l’infection par les coronavirus, les rétrovirus, l’Herpes virus félin et Toxoplasma gondii dans les prélèvements d’humeur aqueuse évaluée à partir de 91 cas.
    C. BOUCRAUT-BARALON, D. RIVIERE et S. LAFON - Scanelis

    Les uvéites félines sont fréquentes et peuvent être la première ou la seule manifestation d’une maladie systémique. Les traumatismes, avec ou sans infection bactérienne, les infections virales ou parasitaires et les néoplasmes font partie des étiologies classiques de l’uvéite féline. 91 prélèvements d’humeur aqueuse ont fait l’objet de la recherche systématique des coronavirus félin, du FeLV, du FIV, de l’herpes virus félin et des toxoplasmes par des techniques de PCR temps réel.

    Matériel et Méthodes

    91 prélèvements d’humeur aqueuse reçus au laboratoire en 2009 et prélevés sur des chats présentant une uvéite isolée ou associée à des signes cliniques extra-oculaires ont été analysés par RT-PCR temps réel pour le coronavirus, le FeLV et le FIV et par PCR pour Toxoplasma gondii et l’herpes virus félin. Pour les prélèvements positifs, une quantification des agents infectieux a été effectuée.

    Résultats

    Aucun prélèvement ne s’est avéré positif pour la recherche de Toxoplasmes, trois prélèvements étaient positifs pour l’herpes virus félin dont un était également positif pour le coronavirus. Les très faibles charges virales détectées ne permettent pas de conclure avec certitude à une éventuelle implication du FHV dans le développement des signes cliniques observés.
    En revanche le coronavirus et le FeLV ont été retrouvés à une fréquence plus élevée. Le coronavirus est l’agent infectieux le plus fréquemment détecté (un tiers des prélèvements) avec le plus souvent des charges virales importantes évoquant une implication de la réplication virale dans la pathogénie de l’uvéite. La moyenne d’âge des chats présentant une uvéite à coronavirus est de 16 mois contre 47 mois pour les chats négatifs et 39 mois pour l’ensemble des animaux inclus dans l’étude. Deux tiers des chats atteints d’une uvéite à coronavirus ont moins de 1 an.
    Pour les prélèvements positifs en coronavirus, des signes généraux étaient associés à l’uvéite dans la majorité des cas, l’hyperthermie étant le plus fréquent. Des signes nerveux, digestifs ou respiratoires ainsi que des formes effusives sont également observés. Lorsque des signes extra-oculaires étaient décrits, les autres prélèvements disponibles ont été analysés en parallèle (sang, épanchement, LCR) et se sont également révélés positifs.

    Discussion

    Si l’uvéite est un signe classiquement décrit dans la péritonite infectieuse féline, aucune donnée n’est actuellement disponible dans la littérature concernant l’intérêt de la recherche du virus directement dans l’humeur aqueuse. Il apparaît que parmi les maladies infectieuses ou parasitaires classiquement impliquées dans la pathogénie des uvéites félines, la PIF est la plus fréquente en particulier chez le jeune chat et qu’elle peut être associée à d’autres infections (FeLV, FIV, FHV). Bien que l’uvéite à coronavirus soit le plus souvent associée à des signes généraux et à une virémie, il existe cependant certains cas d’uvéites isolées à coronavirus sans attente de l’état général, en l’absence de virémie et pour lesquels la mise en place d’un traitement par les gluco-corticoides adapté permet d’obtenir des rémissions longues.

    Conclusion

    Les infections par Coronavirus félin et le FeLV sont les causes les plus fréquentes d’uvéites d’origine virale chez le chat. La mise en évidence du FHV dans l’humeur aqueuse est rare et le rôle de cet agent reste à préciser. Enfin la prévalence de Toxoplasma gondii évaluée à partir de la recherche du parasite par PCR directement dans l’humeur aqueuse est très faible. Dans notre expérience les quelques cas confirmés (2 cas sur plus de 300 humeurs aqueuses analysées sur les dix dernières années) étaient associés à une parasitémie dans un contexte de toxoplasmose généralisée.

    Communication présentée lors du congrès AFVAC 2010

  • Ils nous font confiance

    • plus de 2500 cliniques vétérinaires en France
    • des cliniques vétérinaires dans 9 autres pays européens
    • 18 universités vétérinaires en Europe
    • 6 des 10 premiers groupes mondiaux de santé animale, dont les 3 premiers
    • 2 des 3 premiers groupes mondiaux du pet-food

    Quelques témoignages

    Dr. Bréchet Laurent, Longjumeau
    Bien que ce ne soit qu’un examen complémentaire, c’est souvent un bon moyen de diagnostic et scanelis est toujours là pour répondre de façon aimable et très professionnelle à nos demandes.
    Dr. C. (34)
    Scanelis est le laboratoire de référence en analyse PCR : l’expérience, la compétence et la fiabilité de ce laboratoire sont à l’origine de la confiance totale que je lui accorde.
    Dr. Lazard Patrick, Saint Germain en Laye
    Une satisfaction sans faille depuis de nombreuses années.
    Dr. Oudart Stéphane, Beaumont de Lomagne
    J’en suis particulièrement satisfait. Et l’accord avec le laboratoire chez qui je m’approvisionne en vaccin est particulièrement bienvenu, même si je ne l’utilise que très occasionnellement.
    Dr. Serignac Françoise, Mery sur Oise
    Disponibilité des secrétaires et des vétos. Attente téléphonique supportable. Lorsqu’on appelle, on a un peu de soleil avec votre accent chantant.
    Dr. Jouberjean Pons Marie-Noëlle, Montréal la Cluse
    Scanelis est un laboratoire très performant, avec des conseils techniques et diagnostiques, auquel je fais entièrement confiance.
    Dr. D. (66)
    Toujours satisfaite de votre disponibilité, j’ai toujours eu des conseils rapidement et avisés. Les délais d’obtention de résultats sont souvent très rapides. Vos fiches de renseignement sont complètes notamment sur signes cliniques, vaccins...
    Dr. Lachèze Anne-Claire, Castellane
    Mon associée et moi sommes très satisfaites de vos services (gamme d’analyses étendue, rapidité de réception des résultats, facilité d’obtention de conseil par téléphone).
    Dr. Campagnie Philippe, Villepreux
    Très satisfait de l’accueil téléphonique et de la fiabilité des résultats.
    Dr. Deloffre Philippe, Pau
    J’ai toujours eu toute confiance en scanelis mais je trouvais le prix des analyses comme étant un frein dans ma pratique quotidienne. Depuis que nous avons le partenariat avec le laboratoire qui nous fournit en vaccins, cela est très confortable et je peux atteindre grâce à scanelis certains diagnostic qui avant restaient sans réponse.

[1] pour tout prélèvement reçu le jour J (sauf samedi) avant 10h, incluant les éléments nécessaires à son enregistrement ; sous réserve d’analysabilité des prélèvements reçus. Résultats publiés sur Scanelis.Online ou transmis par email. Un délai d’un jour supplémentaire est nécessaire pour certaines analyses de typage

[2] hors frais de port et dossiers faisant l’objet d’une prise en charge par un laboratoire pharmaceutique

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